Ausgewählte Färbemethoden
für
B O T A N I K
P A R A S I T O L O G I E
Z O O L O G I E
Münster, im Juli 2003
WALDECK GmbH & Co. KG
Division Chroma®
V o r w o r t
zur Auflage 1962
Mit dem vorliegenden Heftchen wollen
wir oft aus Verbraucherkreisen an uns herangetragenen Wünschen nach
einer Zusammenfassung der von uns herausgegebenen Färbemethoden entsprechen.
Neben einer Reihe altbekannter Vorschriften finden Sie auch neuere Methoden,
soweit diesen ein stärkeres Interesse zuteil wurde. Wir haben aber
auch einige seltener angewandte Vorschriften aufgenommen und hoffen damit
allen Wünschen gerecht zu werden. Jede Vorschrift wurde nochmals genau
durchgeprüft. Alle über Lösung und Färbedauer gemachten
Angaben gelten in erster Linie für die von uns gelieferten Farbstoffe.
Soweit es uns nötig erschien, haben wir das zur Färbung verwendete
Material genannt. Dies schließt natürlich nicht aus, dass auch
bei anders geartetem oder fixiertem Material die gleichen Resultate möglich
sind.
Für Mitteilung beobachteter
Mängel oder Verbesserungsvorschläge sind wir stets dankbar. Wir
werden diese Hinweise gern in der nächsten Auflage berücksichtigen.
V o r w o r t
zur Neuausgabe 2003
Natürlich wissen wir, dass viele
Färbemethoden sich geändert haben und wir mit unseren Vorschriften
nicht unbedingt "up to date" sind. Trotzdem meinen wir, dass es sich durchaus
lohnt in den alten Rezepten zu stöbern, weil dort oft verborgene Schätze
vorhanden sind, die man auch heute noch gut gebrauchen kann.
Münster-Roxel, im Juli 2003
WALDECK GmbH & Co. KG, Divison
Chroma®
Achtung: die blau markierten
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Katalog
Inhaltsverzeichnis
Fixierungsmethoden
Einbettungsmethoden
Färbemethoden für
A) Botanik
B) Parasitologie
a) pflanzliche Parasiten
b) tierische Parasiten
c) filtrierbare Infektionserreger
c) Zoologie
F i x i e r u n g
Jedes dem lebenden Organismus entnommene
Material beginnt sehr bald sich Zu verändern. Man versucht deshalb
durch verschiedene Mittel den ursprünglichen Zustand zu erhalten,
zu fixieren. Für Ausstriche von Blut, Gewebesaft, Bakterienkulturen
bedient man sich meist des Alkohols oder der Hitzefixierung. In den vorliegenden
Vorschriften wurde die jeweils beste Methode angegeben. Zur Fixierung der
Struktur von Gewebeschnitten werden Fixierungslösungen angewendet,
von denen die nachstehenden am Häufigsten gebraucht werden. Eine Fixierungslösung,
die alle Zell- und Gewebebestandteile gleich gut erhält, gibt es nicht.
In den nachstehenden Vorschriften wurde deshalb bei den einzelnen Methoden
angeführt, welches Fixierungsmittel jeweils das geeignetste ist.
A. Ausstrichpräparate:
Man breitet eine möglichst kleine
Menge Untersuchungsmaterial mit Hilfe einer geglühten Platinnadel
oder eines Skalpells in möglichst dünner und gleichmäßiger
Schicht auf dem Deckglas
bzw. auf dem Objektträger
aus oder bedient sich zur Ausbreitung der besonders für Blutpräparate
empfohlenen folgenden Methode: Man bringt einen möglichst kleinen
Tropfen Blut usw. auf einen Objektträger und setzt an den Tropfen
einen zweiten Objektträger in spitzem Winkel an. Der Tropfen breitet
sich dann längs der Kante des zweiten Objektträgers aus. Nun
lässt man diesen langsam auf dem als Unterlage dienenden ersten Objektträger
entlang gleiten, wodurch der Tropfen nachgeschleppt und ausgebreitet wird.
Reinkulturen oder schwer ausstreichbares Material wird zweckmäßig
vorher mit einem Tropfen Wasser verdünnt. Dann lässt man den
Ausstrich völlig lufttrocken werden und zieht dann erst das mit einer
Cornetschen Pinzette gehaltene Deckglas bzw. den Objektträger, Schichtseite
nach oben, dreimal durch die Flamme. Das Trocknen an der Luft wird durch
mehrfaches Hin- und Herschwenken der Präparate beschleunigt, die Fixierung
der lufttrockenen Präparate kann statt durch Hitze auch durch etwa
zehn Minuten währendes Einlegen in Alkohol
absolut oder ein Gemisch aus Alkohol
absolut und Äther
zu gleichen Teilen erfolgen. Die Färbung geschieht am besten durch
Auftropfen der Farblösung aus einer Pipette. Die Dauer der Färbung
richtet sich nach der Art der Präparate und ist bei den verschiedenen
Farblösungen verschieden. Im allgemeinen kommt man mit 15 Sekunden
bis 1 Minute aus. Schwaches Erwärmen beschleunigt die Färbung.
Soweit sich überhaupt zahlenmäßige Angaben machen lassen,
sind diese in den nachstehenden Vorschriften aufgeführt. Nach beendeter
Färbung werden die Ausstrichpräparate sorgfältig mit Wasser
abgespült, mit Fließpapier abgetupft und getrocknet, was wiederum
unter vorsichtigem Erwärmen geschehen kann. Das Präparat wird
dann mit einem Tropfen Zedernholzöl versehen und ohne Deckglas betrachtet.
Soll ein Dauerpräparat hergestellt werden, so wird mit Canadabalsam
oder Malinol
ein Deckglas
aufgekittet. Sofern besondere Fixierungsmethoden angewendet werden müssen,
finden sich die erforderlichen Angaben in den nachfolgenden Vorschriften.
B. Schnittpräparate:
Die Dauer der Fixierung ist abhängig
von dem Fixierungsmittel und der Art und Größe des Gewebestückes.
Soweit sich überhaupt Angaben machen lassen, wurden diese bei den
nachstehenden Fixierungsgemischen angegeben.
Fixierungslösungen
1. Bouin
Pikrinsäure
1% ig wässrig 15 ccm
Formalin
37% 5 ccm
Eisessig
1 ccm
Die Mischung der 3 Bestandteile erfolgt
erst vor dem Gebrauch. Fixierungsdauer je nach Größe 2 - 24
Stunden, längere Einwirkung schadet nicht. Nach der Fixierung wird
sofort in 70 - 80%
igen Alkohol übertragen, der 2 - 3
mal gewechselt wird.
2. Carnoy
Alkohol
absolut 60 ccm
Chloroform
30 ccm
Eisessig
10 ccm
Die Lösung dringt sehr rasch
ein. Objekte von 1 - 2 mm sind schon in einer Stunde fixiert. Größere
Stücke brauchen nicht länger als höchstens 3 Stunden. Darüber
hinaus sollte nicht fixiert werden, da sonst zu starke Schrumpfungen auftreten
und die Präparate zu hart werden. Nach der Fixierung überträgt
man gleich in absoluten Alkohol,
der nach 24 Stunden einmal gewechselt wird.
3. Flemming
Starkes Gemisch =
Chromsäure
1 %ig 15 ccm
Osmiumsäure
2 %ig 4 ccm
Eisessig
1
ccm
Das Fixierungsgemisch dringt nur
langsam ein. Man nimmt deshalb möglichst dünne, kleine Stücke
von höchstens 1 - 3 mm Seitenlänge und lässt sie 24 Stunden
oder länger in der Lösung verweilen. Man wäscht in Wasser
gründlich aus und härtet in Alkohol
nach, indem man die Stücke je 24 Stunden in 40% igen, dann 70% igen,
darauf 90% igen und schließlich absoluten Alkohol
bringt. Haematoxylin-Färbungen sind nach Flemming-Fixierung nicht
möglich.
4. Formalin
Formalin
37 %ig 10 ccm
Wasser
dest. 100 ccm
Kleinere Stücke verweilen in
der verdünnten Formalinlösung 4, 6, 8 Stunden. Größere
Stücke lässt man mehrere Tage darin liegen. Längerer Aufenthalt
schadet nichts. Es folgt gründliches Auswaschen in Wasser, Nachhärten
in steigendem Alkohol
wie unter
3. angegeben. Die Fixierung kann
auch im Brutschrank bei 40 - 50° C erfolgen, wodurch die Fixierung
meistens schon in 10 - 15 Minuten beendet ist.
5. Formalin-Alkohol
Formalin
37 %ig 10 ccm
Alkohol
80 %ig 20 ccm
Fixieren 1 - 2 Tage, größere
Stücke noch länger, auswaschen in 80
%igem Alkohol. Besonders empfehlenswert
für stark bluthaltiges Material, da die Granula der Leukocyten und
die Körner der Mastzellen besser erhalten bleiben als in Alkohol allein.
6. Formalin-Sublimat (Heidenhain)
Sublimat
4,5 g
Natriumchlorid
0,5
g
Wasser
80 ccm
Formalin
37 %ig 20 ccm
Fixierungsdauer 2 - 24 Stunden, nachbehandeln
in 70 %gem, 90 %igem und schließlich absolutem Alkohol.
Das Gemisch ist sehr gut geeignet zur Fixierung bindegewebsreicher Organe.
Das Protoplasma wird in ihm besser erhalten als in reinem Sublimat.
7. Helly
Sublimat
5,0 g
Kaliumbichromat
2,5 g
Natriumsulfat
krist. 1,0 g
Wasser
dest. 100 ccm
Formalin
37 %ig 5,0 ccm
Das Formalin wird erst unmittelbar
vor dem Gebrauch
zugefügt. Die Fixierungsdauer beträgt
beträgt 1 - 6 Stunden. Bei haematologischen
Untersuchungen soll diese Zeit nicht überschritten werden. Man wähle
deshalb die Stücke nicht zu groß, etwa 2 - 4 mm dick. Bei längerer
Einwirkung (1 – 2 Tage) gelingt auch die Darstellung der Mitochondrien.
Die Blutzellen und ihre Granulationen bleiben in dem Hellyschen
Gemisch besser erhalten als in der Zenkerschen
Lösung. 8. Müller
Kaliumbichromat
2,5 g
Natriumsulfat
krist 1,0 g
Wasser
dest 100 ccm
Fixieren nicht länger als 24
Stunden, empfindliches Gewebe nur 12 Stunden, auswaschen in fließendem
Wasser, nachhärten in steigendem Alkohol.
9. Regaud
Kaliumbichromatlösung
3 %ig 80 ccm
Formalin
37 %ig, neutral 20 ccm
Der Formalinzusatz erfolgt erst unmittelbar
vor dem Gebrauch. Fixierungsdauer 4 Tage, jeden Tag Lösung erneuern.
Dann wird 8 Tage in 3 %iger Kaliumbichromatlösung
nachchromiert. Hierauf folgt 24-stündiges Auswaschen in Wasser. Darauf
wird in steigendem Alkohol
entwässert und in
Paraffin eingebettet. Das Gemisch ist besonders
zur Darstellung der Mitochondrien zu empfehlen.
10. Stieve
Sublimatlösung
gesättigt wässrig 76 ccm
Formalin
37 % 20 ccm
Eisessig
4 ccm
Das Gemisch fixiert sehr gut und
dringt rasch ein, so dass auch größere Stücke gut fixiert
werden. Nachbehandlung: Übertragen in 90%igen Alkohol.
11. ,,Susa"-Gemisch,
Heidenhain
Sublimat
4,5 g
Kochsalz
0,5
g
Trichloressigsäure
2,0 g
Eisessig
4,0 ccm
Wasser
dest 80,0 ccm
Formalin
37 %ig 20,0 ccm
Die Fixierungsdauer beträgt
je nach Größe des Stückes 1 - 24 Stunden. Nach der Fixierung
wird sofort in 90 %igen Alkohol
übertragen, der mehrmals gewechselt wird. Das Gemisch dringt sehr
rasch ein, die Färbbarkeit des Gewebes ist sehr gut.
12. Zenker
Sublimat
5,0 g
Kaliumbichromat
2,5 g
Natriumsulfat
krist 1,0 g
Wasser
dest. 100,0 ccm
Kurz vor dem Gebrauch zufügen:
Eisessig
5,0 ccm
Fixieren dünner Stücke
24 Stunden, gründlich auswaschen in Wasser, am besten 24 Stunden in
fließendem Wasser. Nachhärten in steigendem Alkohol.
Bei Sublimat
enthaltenden Fixierungslösungen ist es bisweilen empfehlenswert, bei
gründlichem Auswaschen aber nicht unbedingt nötig, etwa vorhandene
Sublimatrückstände durch Jod zu entfernen. Zu diesem Zweck setzt
man dem zur Nachhärtung bestimmten 70 %igen Alkohol
soviel alkoholische Jodlösung
zu, dass er eine weinrote Farbe erhält. Das Jod entfernt durch Bildung
von Quecksilberjodid das überschüssige Sublimat und der Alkohol
entfärbt sich. Bleibt der Alkohol gefärbt, so ist kein Sublimat
mehr vorhanden.
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E i n b e t t u n g
Das fixierte Material besitzt nicht
immer die zum Schneiden auf dem Mikrotom nötige Festigkeit oder es
enthält größere Hohlräume, die beim Schneiden deformiert
würden. Deshalb werden die Objekte vor dem Schneiden mit einem Medium
durchtränkt, das ihnen nach dem Erstarren eine gut schneidbare Beschaffenheit
gibt. Die gebräuchlichsten Einbettungsmittel sind Paraffin
und Celloidin,
zu denen sich in neuerer Zeit für bestimmte Zwecke die Polyaethylenglycole
gesellen.
Paraffin: Paraffin gestattet
die Herstellung sehr dünner Schnitte (1 – 5 µ). Serien
lassen sich leichter von Paraffinmaterial
als von Celloidinmaterial
anfertigen. Die Paraffineinbettung ist rasch und einfach durchzuführen.
In Paraffin eingebettete Objekte können beliebig lange aufbewahrt
werden. Ein Nachteil des Paraffins besteht jedoch darin, dass das Material
während der Durchtränkung eine beachtliche Schrumpfung (8 - 20
%) erfährt.
Celloidin:
Die
Celloidineinbettung ist schonender und erlaubt wegen der Durchsichtigkeit
des Celloidins eine bessere Orientierung an den eingebetteten Objekten.
Schrumpfungs-erscheinungen treten bei Celloidineinbettung nicht auf. Als
Nachteile sind jedoch zu erwähnen, dass der Einbettungsvorgang länger
dauert als bei Paraffin, die Anfertigung von lückenlosen Serien schwieriger
ist. In Celloidin eingebettetes Material darf wegen der Eintrocknungsgefahr
nie längere Zeit offen an der Luft liegen bleiben. Die Aufbewahrung
von Celloidinmaterial
muss in 70
%igem Alkohol erfolgen. Celloidin wird
meist für Knochen, Nervensystem, dicke Schichten glatter Muskulatur,
Haut und Material mit größeren Hohlräumen verwendet.
Polyaethylenglycol: In Amerika
als Carbowax, in England als Aquax bezeichnet. Wir haben aus der Vielzahl
der lieferbaren Polyaethylenglycole eine Auswahl der für die Mikroskopie
am besten geeigneten Qualitäten getroffen, die wir unter dem Namen
Histowachse
in den Handel bringen. Wir liefern Histowachs in verschiedenen Härtegraden,
die sich untereinander beliebig mischen lassen. Der Vorteil der Einbettung
in Histowachs besteht darin, dass bei dem ganzen Einbettungsvorgang Alkohol,
Xylol
und andere fettlösende Mittel vermieden werden, so dass Lipoide und
Fette nicht durch die Behandlung verloren gehen. Schrumpfungen wie bei
Paraffineinbettung werden weitgehend vermieden. Eine Nachbehandlung der
Schnitte mit Fermenten ist möglich. Die Einbettung dauert nur etwa
1 ½ Stunden, so dass die Präparate in kurzer Zeit fertiggestellt
werden können. Histowachs ermöglicht Schnitte bis zu 0,1 µ.
Paraffineinbettung:
-
Die fixierten Stücke gründlich
entwässern in Alkohol
absolut.
-
Alkohol entfernen durch einlegen in
Xylol,
das 1 - 2mal gewechselt wird, für
30 - 180 Minuten. Die Stücke
bleiben nur solange in Xylol, bis sie völlig
durchsichtig bzw. durchscheinend
geworden sind, bei zu langem Aufenthalt
werden sie leicht spröde.
-
Übertragen für 2 - 3 Stunden
in Xylol, das mit Paraffin
gesättigt war.
-
Stücke übertragen in reines,
geschmolzenes Paraffin, das nach 30 Minuten
gewechselt wird, um die Stücke
völlig xylolfrei zu erhalten. In dem zweiten
Paraffin verbleiben die Stücke,
je nach ihrer Größe 2 -5 Stunden. Für die
meisten Objekte genügt, wenn
sie bei Zimmertemperatur geschnitten werden
sollen, ein
Paraffin vom Schmelzpunkt 50/52° C.
Kleine Differenzen in der
Härte, die sich beim Schneiden
bemerkbar machen, kann man dadurch
ausgleichen, dass man in einem kühleren
oder wärmeren Raum (am Fenster
oder in der Nähe des Ofens)
schneidet oder, dass man das Messer abkühlt
oder erwärmt.
-
Nunmehr erfolgt die Einschmelzung. Diese
geschieht, indem man Paraffin
vom gleichen Härtegrad frisch
schmilzt und in ein Blockschälchen oder einen
Paraffinrahmen gießt. Nun
entnimmt man das Präparat mit erwärmter
Pinzette und ordnet es so in dem
flüssigen Paraffin, dass die Seite, die zuerst
geschnitten werden soll, nach unten
kommt. Darauf wird weiteres geschmol
zenes Paraffin aufgegossen, bis
es das Objekt um 2 - 3 mm überragt. Hierauf
wird das Gefäß in kaltes,
eventuell mit Eis gekühltes Wasser gesetzt, damit
das Paraffin zunächst von unten
und von den Seiten her erstarrt. Dadurch
können kleine, im Paraffin
enthaltene Luftblasen an die Oberfläche steigen
und hier entweichen. Sobald sich
an der Oberfläche ein dickes Paraffin-
häutchen gebildet hat, taucht
man das Schälchen ganz unter, damit das
Paraffin nunmehr rasch vollständig
erstarrt.
-
Darauf wird der Paraffinblock aus dem
Schälchen oder Rähmchen gelöst und
das Paraffin mit dem Messer soweit
entfernt, dass nur ein 1 - 2 mm breiter
Paraffinrand das Objekt umgibt.
-
Der zurechtgeschnittene Block wird auf
einem Stück hartem Holz oder
Stabilit durch Anschmelzen befestigt
und darauf die Unterlage in die Mikro-
tomklammer fest eingeschraubt. Das
Schneiden erfolgt nach den verschiedenen,
den einzelnen Mikrotomen beigefügten
Vorschriften.
-
Die fertigen Schnitte werden mit einem
schmalen Messer, Präparierspatel oder
Pinsel von dem Mikrotommesser in
45 - 50° C warmes Wasser gebracht,
worin sich faltige oder gerollte
Schnitte schnell glatt ausbreiten. Die Schnitte
werden dann durch einen unter sie
geschobenen Objektträger
aufgefangen,
und zwar so, dass die dem Messer
zugekehrt gewesene, glänzende Fläche des
Schnittes auf das Glas zu liegen
kommt. Sie legen sich glatt und faltenlos an
die Glasfläche an. Voraussetzung
dabei ist die Verwendung absolut reiner,
fettfreier Objektträger.
-
Überschüssiges Wasser lässt
man durch Schrägstellen des Objektträgers ab-
laufen oder versucht es durch vorsichtiges
Auflegen von Fließpapier hervor-
zudrücken oder abzusaugen.
-
Hierauf kommen die Objektträger
in den Brutofen von 37° C, wo sie wenigstens
6 Stunden verweilen. (Nicht in den
Paraffinofen.)
-
Bei Material, das in chromsäurehaltigen
Lösungen gehärtet oder mit Silber
lösungen behandelt wurde oder
das viel Blut enthält, versagt bisweilen das
Aufkleben durch Kapillarattraktion,
wie man die unter 8 genannte Auf
klebemethode nennt. Derartiges Material
muss mit Eiweißglycerin
aufgeklebt
werden. Man geht dabei in folgender
Weise vor: Auf einem gut gereinigten
Objektträger
verreibt man eine Spur Eiweißglycerin
und erwärmt über der
Flamme, so dass eine Temperatur
von 70° C erreicht wird. Auf den abgekühl
ten Objektträger gießt
man reichlich dest. Wasser auf und bringt den Schnitt
auf den Wasserspiegel, auf dem er
sich meistens völlig glättet. Bleiben noch
einige Falten, so erwärmt man
über einer Flamme, aber ohne dabei den
Schmelzpunkt des Paraffins zu erreichen.
Dann saugt man mit Fließpapier
das überschüssige Wasser
ab und bringt den Objektträger für 3 - 4 Stunden
in den Brutschrank, wie unter 10.
angegeben.
-
Die Entfernung des Paraffins aus dem
Schnitt wird dadurch erreicht, dass
man den Objektträger zunächst
für 5 - 10 Minuten in Xylol
und dann 10 Minuten
in absoluten Alkohol
bringt, der vorteilhaft einmal gewechselt wird. Die
Schnitte können zur größeren
Sicherheit der Paraffinentfernung mit Xylol
bedeckt kurze Zeit in den Thermostaten
gestellt werden. Die Temperatur
soll jedoch nicht höher als
der Schmelzpunkt des verwendeten Paraffins sein.
Nunmehr sind die Schnitte zur Färbung
fertig. Werden wässrige Farblösungen
verwendet, so ist es empfehlenswert,
die Schnitte aus dem absoluten Alkohol
erst in 90 %igen, dann in 60 %igen
Alkohol Zu übertragen und dann erst
in Wasser zu bringen.
Celloidineinbettung:
Das fixierte und gut gewässerte
Material kommt in
-
Alkohol
96 %ig 24 Stunden
-
Alkohol
absolut (1 mal wechseln) 24 Stunden
-
Äther-Alkohol
Zu gleichen Teilen 24 Stunden
-
Celloidin-Lösung
4 %ig 3—6 Tage
-
Celloidin-Lösung
8 –10 %ig 3—6 Tage.
Nun gießt man Celloidinlösung
10 %ig in ein Schälchen, legt das Objekt hinein und stellt unter eine
Glasglocke, unter die man vom 2. Tage an gleichzeitig ein kleines Schälchen
mit Chloroform stellt.
Nach etwa 3 - 5 Tagen ist das Celloidin
so hart geworden, das es sich mit dem Fingernagel kaum noch eindrücken
lässt. Nun schneidet man den Block aus dem Schälchen heraus und
entfernt mit dem Messer das Celloidin soweit, das es die Ränder des
Gewebestückes nur noch um 1 - 2 mm überragt. Den so gerichteten
Block legt man für 24 Stunden in 70
%igen Alkohol zur Nachhärtung.
Zum Aufkleben auf den Holzblock bringt
man auf diesen einige Tropfen dickes Celloidin, setzt den gerichteten und
gut abgetrockneten Celloidinblock darauf und lässt an der Luft fest
werden. Nach einer Viertelstunde legt man das Ganze in 70
%igen Alkohol. Nach einer weiteren halben
Stunde kann geschnitten werden.
Nicht aufgeklebte Celloidinschnitte
dürfen nie in einen Alkohol von mehr als 96 % gebracht werden, da
das Celloidin sonst aufgelöst wird. Zum Aufkleben bringt man den Schnitt
aus
70
%igem Alkohol auf einen mit Eiweißglycerin
vorbereiteten Objektträger.
Dann wird der Alkohol mit Fließpapier abgetupft, Nelkenöl
aufgetropft und nach 3 - 5 Minuten durch Abtrocknen mit Fließpapier
das Nelkenöl wieder entfernt. Nun kommt der aufgeklebte Schnitt für
je 2 Minuten in
Alkohol
96 %,
Alkohol
absolut,
Alkohol-Äther
1:1,
Alkohol
absolut,
Alkohol 96 %,
Wasser. Darauf kann die Färbung
vorgenommen werden.
Histowachseinbettung:
-
Fixiertes oder unfixiertes Material
in Stücken von 2 - 5 mm kurz mit Wasser waschen und auf Fließpapier
leicht abtrocknen, um möglichst wenig Wasser in das Histowachs zu
übertragen.
-
Einlegen der Materialstücke in
reines Histowachs
(gewöhnlich Histowachs von
52 - 54° C).
-
Sobald das Objekt untergesunken ist,
nach ca. ½ Stunde, Histowachs erneuern. Das Untersinken ist ein
Zeichen dafür, das das Histowachs vollständig in das Objekt eingedrungen
ist. Die Erneuerung bezweckt, möglichst wenig Wasser mit in den Block
zu bringen. Die Einbettungstemperatur soll konstant bleiben. Es genügt,
wenn sie 2° C über dem Schmelzpunkt der verwendeten Histowachsmischung
liegt.
-
Kurz vor dem Gießen des Blocks
wird das Histowachs nochmals erneuert.
-
Etwa nach insgesamt 1 ½ Stunden
kann der Block, wie bei Paraffineinbettungen üblich, gegossen werden.
-
Unmittelbar nach dem Gießen wird
der Block in den Eisschrank gebracht, wo er in wenigen Minuten erstarrt,
damit ist er zum Schneiden fertig. Um eine nachträgliche Erweichung
des Blockes durch Luftfeuchtigkeit zu verhindern, erfolgt Aufbewahrung
am besten in Gläsern mit eingeschliffenem Glasstopfen.
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Schneiden in der üblichen Weise,
Block nach dem Schneiden nicht unnötig lange im Mikrotom belassen,
damit er nicht weich wird.
-
Schnitte mit feiner Nadel übertragen
in Wasser, dem vorher ein oberflächen ent-spannendes Mittel (ca. 0,2
% Osatin-Chroma)
zugefügt wurde. Das Wasser muss entspannt sein, damit die feinen Schnitte
auf der Wasseroberfläche nicht zerrissen werden. Histowachs
löst sich augenblicklich. Die Schnitte sinken glatt ausgebreitet auf
den Boden des Gefäßes.
-
Für elektronenmikroskopische Untersuchungen
werden die Schnitte unmittelbar aus dem entspannten Wasser mit der befilmten
Objektblende aufgefischt. Nach dem Auf-trocknen des Schnittes auf der Blende
werden etwa vorhandene Verunreinigungen durch kurzes Waschen in dest. Wasser
entfernt.
-
Für histologische Untersuchungen
werden die Schnitte aus dest. Wasser auf Objektträger
mittels Eiweißglycerin
aufgezogen.
-
Falls die Färbung nicht gleich
vorgenommen wird, werden die beschickten Objektträger in 50 %igem
Alkohol
aufbewahrt. Zur Färbung eignen sich Haemalaun-Eosin,
Resorcinfuchsin,
Azan,
Sudan
III, Toluidinblau, Versilberung nach Gömöri.
-
Sofern Imprägnationsmethoden oder
Beizenfarbstoffe angewendet wurden, schließt man am besten in Glyceringelatine
oder Gelatinol ein, weil hierbei Schrumpfungen am ehesten vermieden werden.
-
Werden die üblichen wasserlöslichen
Farbstoffe verwendet, die in ein wasserhaltiges Einschlussmittel hinein-iffundieren
würden, werden die Präparate m besten aus 80 %igem Alkohol
über Terpineol
in Balsam
oder Malinol
eingeschlossen. Wenn höhere Alkohol-konzentrationen vermieden werden,
was bei der vorstehenden Methode der Fall ist, treten keine wesentlichen
Schrumpfungen auf.
Gefrierschneiden:
Gefrieren des zu untersuchenden Materials
ist die einfachste und schnellste Methode, um die Stücke schneidbar
zu machen. Man kann das frische Material direkt gefrieren lassen, besser
ist es aber vorher in Formol
zu fixieren und in Wasser gründlich auszuwaschen. Als Gefriermittel
dienen flüssige Kohlensäure, Chloräthyl oder Äther.
Zur Anfertigung der Schnitte bedarf es eines Gefriermikrotoms oder wenigstens
eines Gefriertisches, der sich auf ein gewöhnliches Mikrotom aufsetzen
lässt. Die Stücke sollen nicht dicker als 1 - 2 mm sein, da die
obersten Schichten sonst nicht genügend gefrieren. Splittern die Schnitte
beim Schneiden, so ist das Objekt zu stark gefroren. Man muss es dann,
etwa durch Betupfen mit dem Finger, etwas zum Auftauen bringen. Dünnste
Schnitte und Schnittserien sind mit der Gefriermethode kaum zu erzielen.Man
verwendet sie deshalb hauptsächlich bei Schnelldiagnosen und Spezial-untersuchungen,
z. B. bei Fett- und Nervengewebe
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A. Botanik
Astrablau - Auramin - Safranin
Differenzierung von Cellulose und verholzten Zellwände
Erforderliche Lösungen:
A. Astrablau
FM 0,5 g
dest. Wasser
100 ml
Weinsäure
2,0
g
B. Auramin
O gesättigt wässrige Lösung
C. 1 g Safranin
O in 100 ml dest. Wasser
Verwendetes Material: Pflanzenschnitte,
Einbettung in Paraffin,
synth. Wachs oder nicht eingebettet.
Fixierung: Formaldehyd
oder Aethanol.
Färbevorschrift:
-
Entparaffinierte Schnitte aus Wasser
übertragen für 1 - 5 Minuten in A.
-
Abspülen mit dest. Wasser.
-
Färben in B 1 - 5 Minuten, die
Schnitte besitzen nun einen grünlichen Ton.
-
Abspülen in dest. Wasser.
-
Färben 1 - 5 Minuten in C.
-
Abspülen in dest. Wasser.
-
Entwässern in dreimal gewechseltem
Aceton.
-
Über Phenol-Benzin 1 :3 einschließen
in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Cellulosewände und ausschließlich
die reine Cellulose intensiv blau.
Verholzte Zellwände je nach
dem Grad der Verholzung schwefelgelb bis
ziegelrot. Je stärker die Verholzung
ist um so intensiver ist der gelbe Farbton.
Anm.: Die Verwendung eines Blaufilters
verstärkt den Kontrast von Auramin
und Safranin.
Lit.: Maácz und Vágás,
"Mikroskopie" Bd. 16 (1961), S. 40 - 43.
Pikrin -Anilinblau
Differenzierung verholzter und
unverholzter Zellwände
Erforderliche Lösungen:
A. Pikrin-Anilinblau-Lösung
nach Strasburger
B. 0,5 g Pikrinsäure
in 100 ml 96 % igem Alkohol
Verwendetes Material: Stengel von
Zea Mays.
Färbevorschrift:
-
Färben der Schnitte 1 - 2 Minuten
in A.
-
Abspülen in dest. Wasser.
-
Entwässern in B.
-
Durch Xylol
überführen in Xylol-Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Verholzte Elemente gelb.
Unverholzte blau.
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Safranin und Pikrinanilinblau
Verholzte und nicht verholzte Zellwände
Erforderliche Lösungen:
A. 4 g Safranin
O lösen in 200 ml Ethylcellosolve,
zufügen 100 ml Alkohol
95 %ig und 100 ml dest. Wasser,
dann zugeben 4 g Natriumacetat
und 8 ml Formalin
37 %ig.
B. Gesättigte Lösung von Pikrinsäure
in Alkohol.
C. Gesättigte Lösung
von Anilinblau
wasserlöslich in Alkohol.
Vor dem Gebrauch werden 78 ml B
mit 22 ml C gemischt.
Verwendetes Material: Jedes verholzte
Gewebe.
Färbevorschrift:
-
Färben der Schnitte wenigstens
2 Stunden in A.
-
Gründlich auswaschen mit Leitungswasser.
-
Differenzieren in B.
-
Färben 2 Stunden in dem Gemisch
von B und C.
-
Waschen in Alkohol
absolut, 10 Sekunden.
-
Aufhellen in Nelkenöl.
-
Übertragen in Xylol.
-
Einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Verholzte oder kutinisierte Wände
hellrot, Cellulosewände blau gefärbt.
Lit.: Johansen, 1940, Plant Microtechnique,
1. Ausgabe.
Auramin und Kristallviolett
Holz- und Cellulosemembranen
Erforderliche Lösungen:
A. Gesättigt wässrige Lösung
von Auramin
O frisch hergestellt.
B. 1 g Kristallviolett
wird in 50 ml dest. Wasser
und 50 ml Isopropylalkohol
gelöst.
Vor dem Gebrauch werden gleiche Teile
A und B gemischt.
Verwendetes Material: Schnitte von
frischem oder konserviertem oder mit Eau de Javelle behandeltem Material.
Färbevorschrift:
-
Färben der Schnitte 5 - 10 Minuten
in dem Gemisch von A und B.
-
Kurz abspülen in dest. Wasser.
-
Differenzieren in einmal gewechseltem
absoluten Isopropylalkohol,
abtrocknen mit Filterpapier.
-
Übertragen in zweimal gewechseltes
Terpineol.
-
Einschließen in Malinol.
Färbeergebnis:
Verholzte Membranen gelb.
Cellulose violett gefärbt.
Lit.: Beck, Mikrokosmos 48 (1959):
94 - 95, Franckh'sche Verlagshandlung, Stuttgart
Reinblau und Brillantcrocein
Differenzierung von Holz- und Cellulosemembranen
Erforderliche Lösungen:
A. 0,2 %ige wässrige Lösung von Reinblau
B. 0,2 %ige wässrige Lösung
von Brillantcrocein
R
Unmittelbar vor dem Gebrauch werden
gleiche Teile A und B gemischt.
Verwendetes Material: Wie vorstehend.
Färbevorschrift:
-
Schnitte 5 - 15 Minuten färben
in dem Gemisch von A und B.
-
Kurz in einmal gewechseltem Isopropylalkohol
abspülen.
-
Abtrocknen mit Filterpapier.
-
Übertragen in zweimal gewechseltes
Terpineol.
-
Einschließen in Malinol.
Färbeergebnis:
Holzmenbranen rot, Cellulose blau
gefärbt.
Lit.: Wie vorstehend.
Malachitgrün-Säurefuchsin
Verholzung der Zellwände
Notwendige Lösung:
A. Malachitgrün
0,5 g
Säurefuchsin
0,5 g
Alkohol
75 ccm
Wasser
dest. 75 ccm
Färbevorschrift:
-
Schnitte aufkleben.
-
Färben in Lösung A, 10 Minuten.
-
Waschen in 96 %igem Alkohol.
-
Aufhellen in Karbol-Xylol,
über Xylol
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Membrancellulosc: rot
Verholzte Anteile: grün
Lit.: Ne?esaný, V. (1955),
Prirodovedecky Spornik Ostravskeho kraje, 16: 184 - 202
Sudanblau-Safranin-Congorot
Darstellung von Cellulose, Holz,
Gummi
Notwendige Lösungen:
A. Äthylalkohol
90,0 ccm
Propionsäure
5,0
ccm
Formaldehyd
37 %ig 5,0 ccm
B. Natriumhypochlorit
1 %ig
C. Kaliumhydroxyd
10 %ig in 95 %igem Alkohol
D. Sudanblau
0,5 g
Butylalkohol
(tert.) 10,0 ccm
lösen bei Zimmertemperatur,
zufügen: Äthylalkohol
190,0 ccm
gut schütteln, filtrieren
E. Safranin
O 2,0 g
Cellosolve)
100,0 ccm
Äthylalkohol
95 %ig 50,0 ccm
Natriumacetat
4 %ig wässrig 50,0 ccm
Formaldehyd
37 %ig 4,0 ccm
F. Congorot
0,05 - 0,1 g
Lösung D 25,0 ccm
Lösung E 0,5 ccm
Färbevorschrift:
1. Fixieren in Lösung A, 24
- 48 Stunden.
2. Schneiden auf 50 - 100 µDicke,
einlegen in 50 %igem Alkohol.
3. Extrahieren in Aceton,
5 Minuten.
4. Bleichen in Lösung B, 5 Minuten.
5. Verseifen in Lösung C, 15
Minuten.
6. Spülen mit 50% igem Alkohol,
3 mal.
7. Färben in Lösung F,
30 Minuten bei 55° C.
8. Spülen in 50 %igem Alkohol,
2 mal.
9. Einbetten in Malinol.
Färbeergebnis:
Cellulose und Cytoplasma: hellrot
Holzgewebe und Kork: orangerot
Gummi: blau
Lit.: Addicott, F.T. (1944), Stain
Tech., 19: 99 - 102.
Johansen, D. A. (1940), Plant Microtechnique,
Seite 41 - 42, 62 (McGraw-Hill Book Co., New York & London).
Safranin-Lichtgrün
für Botanische Präparate
Notwendige Lösungen:
A. Safranin
1 g
Alkohol
50 %ig 100 ccm
B. Lichtgrün
SF 1 g
Nelkenöl
100 ccm
Färbevorschrift:
-
Färben der Schnitte in Lösung
A, 5 -10 Minuten.
-
Waschen in Wasser.
-
Entwässern in aufsteigender Alkoholreihe.
-
Gegenfärben mit Lösung B,
2 - 5 Minuten (Mikroskopkontrolle).
-
Aufhellen in Nelkenöl.
-
Waschen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Holzfasern: rot
Cellulose: grün
Lit.: Chamberlain, C. J. (1932),
Methods in Plant Histology, 5. Aufl. (Univ. of
Chicago Press)
Thionin und Orange G
Darstellung von Parasiten in pflanzlichem
Gewebe
Erforderliche Lösungen:
A. 0,1 g Thionin
werden in 100 ml Phenollösung 5 %ig unter Erwärmen gelöst.
B. Gesättigte Lösung von
Orange
G in Alkohol
absolut.
Verwendetes Material: Pathologische
Pflanzenschnitte, Fixierung beliebig,
Paraffineinbettung.
Färbevorschrift:
-
Entparaffinieren wie üblich.
-
Färben in A etwa eine Stunde.
-
Entwässern in der aufsteigenden
Alkoholreihe.
-
Differenzieren in B.
-
Abspülen in Alkohol
absolut.
-
Über Xylol
einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Parasiten purpurviolett, Cellulosewände
gelbgrün, Xylem blau, Chromosomen blau, Spindeln purpur gefärbt.
Lit.: Conn, 1953, Biological Stains,
6. Auflage, Williams & Wilkins Company, Baltimore.
Resorcinblau und Martiusgelb
Färbung der Pollenschläuche in Griffeln
Erforderliche Lösung:
5 mg Resorcinblau
und 5 mg Martiusgelb in 10 - 15 ml dest. Wasser lösen. Zufügen
einige Tropfen sehr stark verdünnten Ammoniak bis die Lösung
einen olivenfarbigen Ton zeigt.
Verwendetes Material: Pollenschläuche
in Griffeln nicht fixiert und nicht eingebettet.
Färbevorschrift:
-
Dünne Griffel oder Fruchtknoten
leicht befeuchten mit Wasser und zwischen
2 Objektträgern
zerquetschen oder von stärkeren Griffeln oder Fruchtknoten
von Hand Längsschnitte anfertigen
und dann zerquetschen.
-
Das auf einem Objektträger ausgebreitete
Material mit der obigen Lösung
bedecken und 2 - 5 Minuten einwirken
lassen
-
Überschüssige Farblösung
vorsichtig absaugen oder mit wenig Wasser
abspülen
-
Deckglas
auflegen, andrücken und bei starker Beleuchtung unter dem
Mikroskop betrachten
-
Falls Dauerpräparate erwünscht,
Deckglas mit Deckglaskitt oder Deckglaslack
umranden.
Färbeergebnis:
Pollenschläuche blau, Untergrund
hellgelblichgrün gefärbt.
Lit.: Nebel, 1931, Stain Technology,
6, 27 - 29, Verlag: Williams & Wilkins Company, Baltimore.
Burri-Tusche
Negativdarstellung der Pollenkörner
Erforderliche Lösung:
Bakteriologische Tusche
Verwendetes Material: Blutenstaub
des Haselnuss-Strauches, der Erle, Kiefer,
Fichte, des Huflattichs, Löwenzahns,
Kürbis und andere.
Färbevorschrift:
-
Etwas Tusche
mit der gleichen Menge dest. Wassers
innig vermischen.
-
Einen Tropfen der verdünnten Tusche
auf einen Objektträger
bringen,
etwas Blütenstaub daneben schütten
und gut miteinander verreiben.
-
Den Tropfen mit Hilfe eines zweiten
Objektträgers oder eines Deckglases
möglichst dünn ausstreichen
und an der Luft trocknen lassen.
-
Bei starker Beleuchtung unter dem Mikroskop
betrachten.
Färbeergebnis:
Die Pollenkörner heben sich
in ihren verschiedenen Formen deutlich von dem dunklen Untergrund ab.
Anm.: Wenn der Ausstrich vollkommen
eben aufgetrocknet ist, kann durch Aufkitten eines
Deckglases
ein Dauerpräparat hergestellt werden.
Achtung: die blau markierten
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Orcein-Essigsäure
Chromosomen
Erforderliche Lösungen:
A. Fixierungslösung bestehend aus 20 ml Eisessig
und 60 ml Alkohol
100 %ig
B. Orcein-Stammlösung: 1 g Orcein
wird in 50 ml Essigsäure
45% ig 2 Stunden am Rückflusskühler gekocht. Nach dem Erkalten
wird filtriert.
Verwendetes Material: Meristemzellen
von Wurzelspitzen.
Färbevorschrift:
-
Fixieren des Materials in A.
-
Übertragen in ein Gemisch aus gleichen
Teilen Alkohol
und konzentr.
Salzsäure
für 5 Minuten, gründlich auswaschen in reinem Alkohol.
-
Auf einen mit Eiweißglycerin
bestrichenen Objektträger
bringen.
-
Färben 3 - 4 Minuten mit einem
Gemisch aus gleichen Volumteilen B und
Essigsäure
45 %ig.
-
Material mit einem zweiten Objektträger
fest andrücken und die aus
tretende Flüssigkeit mit Filtrierpapier
absaugen.
-
Die mit dem Material beschickten beiden
Objektträger fest mit Fließ
papier umhüllen, das in 95
%igem Alkohol
getränkt ist, in eine Petrischale
legen und abdecken.
-
Nach 5 Stunden das Fließpapier
entfernen und in Alkohol
einlegen, bis sich
die Objektträger leicht trennen
lassen. Das Material haftet jetzt fest an dem
aufgetragenen Eiweißglycerin.
-
Abtropfen lassen und einschließen
in Euparal.
Färbeergebnis:
Chromosomen erscheinen purpurn
bis bräunlichrot gefärbt, Cytoplasma und Kerne sind kaum gefärbt.
Lit.: B. P. Kaufmann, referiert nach
Conn, Darrow und Emmel, Staining Procedures, II. Ed.
Eisenalaun - Haematoxylin -
Pikrinsäure
Chromosomen, Kernteilungsstadium
Erforderliche Lösungen:
A. Eisenalaunlösung
4 %ig, frisch bereitet
B. Haematoxylinlösung
0,5 %ig wässrig
C. Pikrinsäurelösung
wässrig 1,2 %ig
Verwendetes Material: Wurzelspitzen,
Schnittpräparate.
Färbevorschrift:
Fixieren in Chromosmiumsäure
nach Flemming, Paraffineinbettung.
-
Die entparaffinierten Schnitte aus Wasser
übertragen in A für 30 Minuten.
-
Waschen in fließendem Wasser für
10 Minuten.
-
Färben 30 - 60 Minuten in B.
-
Waschen 10 Minuten in fließendem
Leitungswasser.
-
Differenzieren in C, Mikroskopkontrolle.
-
20 Minuten waschen in fließendem
Leitungswasser.
-
Entwässern in der aufsteigenden
Alkoholreihe und dabei zu dem 70
%igen
oder dem 80
%igen Alkohol einen Tropfen Ammoniak zufügen.
8. Durch
Xylol
führen und einschließen in Balsam
oder Malinol
Gegenfärbung kann
angeschlossen werden.
Färbeergebnis:
Chromosomen sind bläulichschwarz
gefärbt und gut differenziert.
Lit.: Hutner, Stain Technology, 9,
57 - 59
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Safranin-Gentianaviolett-Orange
(Flemming's Dreifachfärbung)
Kernteilungsfiguren
Erforderliche Lösungen:
A. 1 %ige wässrige Lösung von
Safranin
B. 1 %ige wässrige Lösung
von Gentianaviolett
C. 0,5 %ige wässrige Lösung
von Orange
G
Verwendetes Material: Wurzelspitzen,
z. B. von Vicia Faba, zarte Längsschnitte.
Fixierung am Besten in
Chromosmiumessigsäure nach Flemming.
Färbevorschrift:
-
Entparaffinieren der Schnitte in der
üblichen Weise.
-
Färben 1 - 3 Stunden in A.
-
Abspülen in dest. Wasser.
-
Übertragen für etwa 2 - 5
Minuten in B.
-
Abspülen mit dest. Wasser.
-
Auftropfcn von C.
-
Nach etwa 1 - 5 Minuten abspülen
mit Wasser.
-
Entwässern in 96 %igem Alkohol.
-
Wenn die letzten Farbwolken entweichen,
Objektträger
schnell mit Nelken
öl oder Terpineol
bedecken und unter dem Mikroskop prüfen, ob die
Färbung gelungen ist.
10. Durch Xylol
führen und einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Ist die Färbung gelungen, so
sind in sich teilenden Zellen die Chromosomen leuchtend rot, der Nucleolus
rot mit meist bläulichem Anflug gefärbt. Die Spindelfasern erscheinen
blau, das Plasma bräunlichgelb gefärbt.
Lit.: Flemming, W., 1891, Arch. mikr.
Anat, 37, 249 - 298
Carmin-Essigsäure
Kernteilung
Erforderliche Lösung:
Carmin-Essigsäure
nach Schneider.
Verwendetes Material: Wurzelschnitte.
Färbevorschrift:
-
Wurzelschnitte von etwa 0,5 cm Länge
zwischen Holandermark in dünne
Längsschnitte zerlegen.
-
Schnitte auf dem Objektträger
mit Carmin-Essigsäure
bedecken.
-
Großes Deckglas
auflegen und Präparate über kleiner Flamme etwa
10 Sekunden bis Zum Aufkochen der
Essigsäure erhitzen.
-
Nach dem Abkühlen die Schnitte,
wenn nötig etwas quetschen und unter
dem Mikroskop betrachten.
Für Dauerpräparate nicht
geeignet.
Färbeergebnis:
Die Kerne und Kernteilungen treten
deutlich rot gefärbt hervor.
Kernteilung
Erforderliche Lösung:
Methylgrün-Essigsäure
Verwendetes Material: Zarte Längsschnitte
der Puffbohne (Vicia Faba).
Färbevorschrift:
-
Schnitte auf dem Objektträger
mit Methylgrün-Essigsäure
übergießen,
kurz einwirken lassen
-
Rasch abspülen mit Wasser, dem
eine Spur Essigsäure
zugesetzt wurde
-
Überschüssige Flüssigkeit
mit Filtrierpapier absaugen, Deckglas
auflegen
und unter dem Mikroskop betrachten
Für Dauerpräparate nicht geeignet.
Färbeergebnis:
Die ruhenden sowie die in Teilung
begriffenen Zellkerne treten fixiert und deutlich grün gefärbt
in den Zellen hervor.
PIANESE-Färbung
Pilzbefall in pflanzlichem Gewebe
Notwendige Lösungen:
A. Pianese-Farbgemisch 0,6 g
Alkohol
50 ccm
Wasser
dest. 150 ccm
erwärmen, abkühlen lassen,
filtrieren
B. Salzsäure-Alkohol
3 %
Färbevorschrift:
-
Schnitte einbringen in 50 %igen Alkohol.
-
Färben mit Lösung A, 30 -
60 Minuten.
-
Waschen mit Alkohol.
-
Differenzieren mit Lösung B, 30
Sekunden.
-
Waschen mit Alkohol.
-
Aufhellen in Nelkenöl,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Pilzhyphen: rosa
Wirtsgewebe: grün
Lit.: Pianese, G. (1896), Beitr.
Path. Anat. u. Allg. Path. Ergb. I, 193
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B. Parasitologie
a) pflanzliche Parasiten
b) tierische Parasiten
c) filtrierbare Infektionserreger
a) Pflanzliche Parasiten
Bakterienfärbung nach Gram
Ausstrichpräparate
Erforderliche Lösungen:
A. Carbolgentianaviolettlösung
B. Jod-Jodkaliumlösung
1 : 2 : 300
C. Carbolfuchsin
1 Teil
Wasser
dest. 10 Teile
Färbevorschrift:
-
Nach Fixierung unter leichtem Erwärmen
mit Lösung A färben, 1 - 3 Minuten
-
Abgießen der Farblösung (nicht
abspülen).
-
Übertragen in Lösung B für
1 - 3 Minuten.
-
Abgießen der Farblösung.
-
Entfärben mit Alkohol
96 %ig, bis keine Farbwolkcn mehr abgehen,
etwa 15 Sekunden.
-
Nachfärben mit Lösung C, 5
- 30 Sekunden.
-
Kurz spülen mit Wasser, trocknen.
-
Einschließen in Canadabalsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Grampositive Bakterien: schwarzblau
Gramnegative Bakterien: rot
Schnittpräparate
Erforderliche Lösungen:
A. Carbolgentianaviolettlösung
B. Jod-Jodkaliumlösung
1 : 2 : 300
C. Bismarckbraunlösung
Färbevorschrift:
-
Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren.
-
Färben in Lösung A, 2 - 5
Minuten.
-
Farblösung abgießen (nicht
abspülen).
-
Übertragen in Lösung B für
1 - 2 Minuten.
-
Entfärben mit 90%igem
Alkohol,
bis keine Farbwolken mehr abgehen.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Nachfärben mit Lösung C.
-
Spülen mit 60 %igem Alkohol.
-
Entwässern mit absolutem Alkohol.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Grampositive Bakterien: schwarzblau
Gramnegative Bakterien: braun
Grampositiv sind:
Bacillus diphtheriac Bacillus anthracis
Bacillus tetani Mycobacterium leprae
Bacillus tuberculosis Micrococcus
tetragenus
Pneumococcus Streptococcus
Staphylococcus Actinomyces
Bacillus rhusiopathiae suis Bacillus
der Mäuseseptikämie
Bacterium rhinoscleromatis Bacillus
smegmatis
Hefezellen
Gramnegativ sind:
Bacterium tussis convulsivae Bacterium
typhi
Bacterium influencae Bacterium paratyphi
Bacterium pneumoniae Friedländer
Bacterium pestis
Bacterium pyocyaneum Bacterium mallei
Bacillus oedematis maligni Bacterium
coli
Bacterium aegyptiacum Bacterium cholerae
Bacterium abortus infectiosi Bacterium
necrophorum
Micrococcus gonorrhoeae Micrococcus
melitensis
Micrococcus intracellularis Spirochaeta
Obermeier
Spirochaeta pallida
Bacterium typhi und parathyphi
(Thyphus- und Paratyphus-Bazillen)
Färbung nach Bonhoff (Schnittpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Methylenblaulösung
alkoholisch konz. 4 Teile
Carbolfuchsin
15 Teile
Wasser
dest. 20 Teile
Das Gemisch ist stets frisch zu bereiten.
B. Essigsäure
1 %ig wässrig
C. Anilin-Xylol(1:1)
Färbevorschrift:
-
Schnitte aus absolutem Alkohol
auf Objektträger
übertragen, wässern, fixieren.
-
Färben in Lösung A, 2 Minuten
(einmal bis zur Dampfbildung über der
Flamme erwärmen).
-
Farblösung abgießen, nachspülen
mit Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B.
-
Spülen in Wasser.
-
Entwässern mit Lösung C (mehrmals
wechseln), 3 - 5 Minuten.
-
Übertragen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bakterien: hellblau
Gewebe und Kerne: rot
Geisselfärbung nach Bunge (Darstellung
der Typhusbakterien-Geißeln)
Notwendige Lösungen:
A.
Bungesche Beize
B. Carbol-Gentianaviolett
Färbevorschrift:
-
Vermischen einer kleinen Menge Reinkultur
mit der gleichen Menge
Wasser und auf einem vollkommen
fettfreien Objektträger
ausstreichen.
-
Trocknen durch dreimaliges Ziehen hoch
über der Flamme.
-
Auftropfen der Beize durch ein Papierfilter.
-
Beize unter gelindem Erwärmen einwirken
lassen, 1 Minute.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Nachfärben mit Lösung B unter
gelindem Erwärmen, 3 - 5 Minuten
-
Abspülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Geißeln: schwarzbraun
Bakterien: violett
Bacterium coli
(Colibazillen)
Ausstrichpräparate
Erforderliche Lösung:
A. Carbolfuchsin
1 Teil
Wasser
dest. 10 Teile
Färbevorschrift:
-
Ausstriche fixieren
-
Färben in Lösung A, 5 - 10
Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bakterien: rot
Schnittpräparate
Erforderliche Lösungen:
A. Methylenblaulösung
nach Löffler
B. Essigsäure
0,25 - 0,5 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Färben in Lösung A, 5 - 30
Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Differenzieren in Lösung B.
-
Übertragen in Alkohol
90 %ig, 2 - 5 Minuten.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bakterien: blau
Bacterium mallei
(Rotzbazillen)
Färbung nach Frosch (Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Fuchsin
1 %ig wässrig, schwach alkalisch
B. Patentblau
konz. wässrig 3 Tropfen
Essigsäure konz. (Eisessig)
1 Tropfen
Wasser
dest. 20 ccm
C. Wasser
dest. 30 ccm
Essigsäure konz. (Eisessig)
1 Tropfen
Färbevorschrift:
1. Fixieren in Alkohol
absolut.
2. Färben in Lösung A,
10 - 30 Sekunden.
3. Gegenfärben und differenzieren
in Lösung B, bis das Präparat (bei un
gleichmäßigen Ausstrichen
in seinen dünneren Teilen) einen grünblauen
Farbton angenommen hat
4. Spülen in Lösung C.
5. Trocknen mit Fließpapier,
einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Rotzbazillen: leuchtend rot
Erythrocyten: grün
Anm.: Die Färbung misslingt
bei altem, faulen Material und sehr alten Ausstrichen.
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Bacterium abortus infectiosi
(Bang-Bakterien)
Färbung nach Hansen (Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A.
Methylenblau nach Löffler
B. Safranin
3 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Hitzefixierung.
-
Färben in Lösung A, 1 Minute.
-
Spülen in Wasser.
-
Nachfärben in Lösung B, 15
- 20 Sekunden.
-
Spülen in Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bang-Bakterien: blau
Begleitbakterien und Untergrund:
rot
Schnittpräparate
Erforderliche Lösung: A. Carbolthionin(Thionin
1 g Phenol
5 g Ethanol
absolut, 50 ml Wasser
500 ml pulverisieren thionin mit Alkohol, zusetzen: Phenol und Wasser;
filtrieren.)
Färbevorschrift:
-
Färben der Schnitte (Paraffinschnitte)
in Lösung A, 2 - 5 Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Entwässern in Alkohol
absolut.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bakterien: blauviolett Kerne: hellblau
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Bacterium necrophorum
(Nekrosebazillus Bang)
Färbung nach Claudius (Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Methylviolett
konz. wässrig
B. Pikrinsäure
0,5 %ig wässrig
C. Nelkenöl
Färbevorschrift:
1. Fixieren, färben in Lösung A, 1 Minute.
-
Spülen in Wasser.
-
Trocknen zwischen Fließpapier.
-
Übertragen in Lösung B, 1 Minute.
-
Spülen in Wasser.
-
Trocknen zwischen Fließpapier.
-
Differenzieren in Nelkenöl.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bakterien: blau
Untergrund: farblos bis schwach gelblich
Färbung nach Jensen (Schnittpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Safranin
in Anilinwasser (analog dem Anilinwasser-Gentianaviolett)
B. Safranin
konz. alkoholisch
C. Fluorescein
gesättigt in Nelkenöl
D.
Methylgrün gesättigt wässrig
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Müllerscher Lösung
-
Nachhärten in Alkohol
einige Minuten
-
Färben in Lösung A, 5 Minuten
-
Entwässern in Lösung B
-
Übertragen in Lösung C
-
Einlegen in Nelkenöl,
dann in Alkohol
-
Nachfärben mit Lösung D
-
Entwässern mit Alkohol,
aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder
Malinol
Färbeergebnis:
Nekrosebakterien: rot
Gewebe: grün
Bacilius anthracis
(Milzbrandbazillen)
Färbung nach Ölt (Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Safranin
2 %ig wässrig
B. Essigsäure
2 %ig
Färbevorschrift:
-
Färben der lufttrockenen Ausstriche
in Lösung A unter Aufkochen.
-
Spülen mit Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B, 10
Sekunden.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bazillenleib: rot, Kapsel: gelb
Färbung mit Azur-Eosin (Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösung:
A. Azur-Eosin-Lösung
Färbevorschrift:
-
Auf lufttrockene, flicht fixierte Ausstriche Lösung A auftropfen
(etwa 2 Tropfen).
-
Nach 30 Sekunden Farblösung ablaufen lassen.
-
20 Tropfen Wasser
dest. nachlaufen und 1 - 7 Minuten einwirken lassen.
-
Trocknen zwischen Fließpapier.
-
Einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bazillen: blau
Kapseln: rotviolett bis rosa
Anm.: Diese Färbung lässt
auch zerfallene Milzbrandbazillen, leere Kapseln, wie sie in
Milzbrandschatten in angefaultem
Material vorkommen, noch erkennbar werden. Die
Färbezeiten sind genau einzuhalten,
da bei zu langer Färbung zu starke Blaufärbung
eintritt, wodurch die Kapseln schwer
sichtbar werden.
Färbung nach Kühne-Weigert
(Schnittpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Lithiumcarminlösung
B. Salzsäure-Alkohol
C. Kristall
violett konz. wässrig 100 ccm
Salzsäure
10 Tropfen
D. Lugolsche Lösung
Färbevorschrift:
-
Schnitte färben in Lösung
A, 3 Minuten.
-
Kurz spülen in Lösung B.
-
Spülen in Wasser.
-
Färben in Lösung C, 5 - 10
Minuten.
-
Übertragen in Lösung D, 1
- 2 Minuten.
-
Farblösung sorgfältig abtupfen.
-
Entfärben in Anilinöl,
bis keine violetten Farbwolken mehr abgehen und
der Schnitt wieder Karminfarbe zeigt.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bazillen: tief blau violett
Gewebe: rot
Kapselfärbung nach Klett (Darstellung
der Milzbrandbazillen-Kapseln)
Notwendige Lösungen:
A. Methylenblaulösung wässrig-alkoholisch.
B. Fuchsinlösung
wässrig-alkoholisch.
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene Ausstriche durch die Flamme
ziehen.
-
Färben in Lösung A unter Erwärmen
bis zum Aufkochen.
-
Reichlich mit Wasser spülen.
-
Nachfärben mit Lösung B, 5
Sekunden.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Innere Teile der Bakterien: blau
Hülle: leicht rosenrot
Konturen: dunkelrot
Kapselfärbung nach Räbiger
(Darstellung der Milzbrandbazillen-Kapseln)
Notwendige Lösung:
A. Formalin
conc. rein 100 ccm
Gentianaviolett
15 g
Gut miteinander verrühren und
nach 12 Stunden filtrieren.
Färbevorschrift:
-
Nicht fixierte Präparate färben
in Lösung A, 20 Sekunden.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
-
Färbeergebnis:
Kapseln: rötlichviolett
Bazillen: tiefblau
Bacillus diphtheriae (Diphtheriebazillen)
Färbung nach Neisser (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Neisser I und II
(vor Gebrauch 1: 1 zu mischen.)
B. Neisser III
Färbevorschrift:
-
Hitzefixierte Ausstriche färben
in Lösung A, 10 - 20 Sekunden.
-
Kurz spülen in Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung B,
10 Sekunden.
-
Abspülen mit Wasser, trocknen mit
Fließpapier.
-
Einschließen in Balsam oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bazillenleib: braun
Polkörnchen: dunkelblauschwarz
Anm.: Pseudodiphtheriebazillen verhalten
sich bei dieser Färbung negativ.
Eine deutlichere Darstellung der
Polkörnchen erhält man durch eine 3 - 5 Sekunden dauernde Behandlung
mit Lugolscher Lösung, der 1 % Milchsäure zugesetzt wird, vor
dem ersten Spülen.
Färbung nach Stoltenberg (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Farblösung nach Stoltenberg
Färbevorschrift:
-
Färben der fixierten Ausstriche
in Lösung A, 1 Minute.
-
Spülen mit Wasser, trocknen.
-
Einschließen in Balsam oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bazillenleib: grün
Polkörnchen: rot
Färbung nach Ljubinsky
Notwendige Lösungen:
A. Methylviolett 2B 0,25 g
Wasser
dest. 95 ccm
Eisessig
5 ccm
B. Bismarckbraun
0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in schwacher Hitze.
-
Färben in Lösung A, 30 - 20
Sekunden.
-
Waschen in Wasser.
-
Färben mit Lösung B, 30 Sekunden.
-
Waschen in Wasser.
-
Trocknen (Fließpapier).
Färbeergebnis:
Polkörnchen: blauschwarz
Bakterien: gelbbraun
Lit.: Blumenthal, J. M. & Lipskerow,
M. (1905), Centbl. Bakt. I Abtl., Orig. 38, 359 - 366
Färbung nach Gram (Schnittpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Carbolgentianaviolett,
Gram
B. Lugolsche Lösung
C. Carbolfuchsin
(Vor Gebrauch mit Wasser 1 : 10 verdünnen.)
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Müllerscher Lösung.
-
Paraffinschnitte färben in Lösung
A, 5 - 20 Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Beizen in Lösung B, 1 - 2 Minuten.
-
Differenzieren in Alkohol
90 %ig, bis der Schnitt nahezu farblos erscheint.
-
Kurz spülen mit Wasser.
-
Nachfärben mit Lösung C.
-
Übertragen in Alkohol
96 %ig und absolut.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam oder Malinol.
Färbeergebnis:
Diphtheriebazillen: blauschwarz
Untergrund: hellrot
Fluoreszenzmethode nach Küster
(Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Auramin
O 0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Carbolsäure
flüssig 5 ccm
Färbevorschrift:
-
Färben der fixierten Ausstriche
mit Lösung A, 10 Sekunden.
-
Kräftig spülen in sehr weichem
Leitungswasser oder n/10 Ammoniaklösung
etwa 10 Sekunden.
-
Trocknen an der Luft oder zwischen faserfreiem
Fließpapier.
Färbeergebnis:
Diphtheriebazillen: blaugrün
Körnchen: goldgelb
Bei Pseudodiphtheriebazillen erscheinen
allenfalls vorhandene Körnchen nicht leuchtend goldgelb, sondern höchstens
schwach grünlichgelb gefärbt.
Bazilius tuberculosis
(Tuberkelbazillen)
Färbung nach Ziehl-Neelsen (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Carbol-Fuchsin,
Ziehl-Neelsen
B. Salzsäure-Alkohol
C. Löffler's
Methylenblau
Färbevorschrift:
-
Fixieren der Sputumausstriche in der
Hitze.
-
Färben mit Lösung A, 3 - Minuten,
erwärmen bis zur Blasenbildung.
-
Waschen in Wasser.
-
Entfärben mit Lösung B, bis
nur noch ein rosa Farbton sichtbar ist.
-
Waschen in Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung C.
-
Waschen in Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Säurefeste Bakterien: rot.
Andere Organismen: blau.
Untergrund: schwach blau oder ungefärbt
Lit.: Ziehl, F. (1882), Deut. Med. Woch.,
8 : 451.
Neelsen, F. (1883), Centbl. Med.
Wis., 21 : 497 – 501
Färbung nach Mühlpfordt
(Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Victoriablau 4 R 3% ig wässrig
B. Salzsäure-Alkohol
C. Pyronin G 1%ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Auftropfen der Lösung A auf das
lufttrockene Präparat und einmal bis zur
Blasenbildung erhitzen.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B, 5
Minuten.
-
Spülen mit Wasser, trocknen mit
Fließpapier.
-
Gegenfärben mit Lösung C,
10 - 20 Sekunden.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Tuberkelbazillen: tiefblau
Untergrund: karmoisinrot
Alle Begleitbakterien: rot
Färbung nach Schaedel für
Rot-Blau-Blinde (Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Methylviolett BB 1 g
Alkohol
absolut 10 ccm
Carbolwasser
2 %ig 90 ccm
B. Salzsäure-Alkohol
C. Bismarckbraun
konz. wässrig
Achtung: die blau markierten
Produkte enthalten einen LINK auf unseren oder den Diagonal(ohne Preise)Bestell-
Katalog
Färbevorschrift:
-
Fixierte Ausstriche färben mit Lösung A unter dreimaligem
Aufkochen.
-
Kräftig spülen mit Wasser.
-
Entfärben mit Lösung B, bis das Präparat grau aussieht.
-
Spülen mit Wasser.
-
Nachfärben mit Lösung C, 1 - 2 Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam oder Malinol.
Färbeergebnis: Bazillen:
schwarzviolett Untergrund: hellbraun
Färbung nach Koch-Ehrlich
(Schnittpräparate) Erforderliche Lösungen:
A. Carbolfuchsin
B. Salzsäure-Alkohol
C. Methylenblaulösung konz.
wässrig
D. Essigsäure
0,25 %ig
G. Nelkenöl
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Müllerscher Lösung
oder aufsteigender Alkoholreihe.
-
Färben mit Lösung A bei 37°
C 30 Minuten oder 12 Stunden bei Zimmertemperatur.
-
Entfärben mit Lösung B, 10
- 15 Sekunden.
-
Waschen mit Alkohol
70 %ig, bis keine Farbwolken mehr abgehen
und das
Präparat farblos erscheint.
-
Nachfärben mit Lösung C, 5
Minuten.
-
Spülen in Lösung D, dann in
Alkohol.
-
Aufhellen in Nelkenöl,
einbetten in Balsam oder Malinol.
Färbeergebnis:
Tuberkelbazillen: rot
Gewebe und andere Bakterien: blau
Fluoreszenz-Methode nach Haitinger
und Schwertner
(Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Acridingelb
0,2 %ig wässrig
B. Salzsäure-Alkohol
Färbevorschrift:
-
Hitzefixierte Ausstriche 30 Sekunden
färben in Lösung A.
-
Spülen mit Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B etwa
10 - 15 Sekunden, bis das Präparat im
Tageslicht farblos erscheint.
-
Spülen mit Wasser.
-
Trocknen an der Luft oder mit faserfreiem
Fließpapier.
Färbeergebnis:
Tuberkel-Bazillen: goldgelb
Untergrund: dunkelblau-schwarz
An sehr dicken Stellen des Ausstriches
leuchten die Zellen des Untergrundes schwach grünlich
Achtung: die blau markierten
Produkte enthalten einen LINK auf unseren oder den Diagonal(ohne Preise)Bestell-
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Fluoreszenzmethode
nach Hagemann-Herrmann(Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Auramin
O 0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Carbolsäure
flüssig 5 ccm
B. Salzsäure-Alkohol
C. Kaliumpermanganatlösung
1 : 1000
D. Löffler's
Methylenblau
Färbevorschrift:
-
Hitzefixierte Präparate mit Lösung A übergießen.
-
Erhitzen bis zum Blasenspringen, 5 Minuten einwirken lassen.
-
Abspülen in fließendem Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B, bis das Präparat farblos erscheint,
etwa 15 - 20 Sekunden.
-
Abspülen in fließendem Wasser.
-
Eintauchen in Lösung C genau 5 Sekunden.
-
Abspülen in fließendem Wasser.
-
Eintauchen in Lösung D, 1 Sekunde.
-
Spülen mit Wasser, trocknen zwischen faserfreiem Fließpapier.
Färbeergebnis:
Tuberkelbazillen: hellgelb leuchtend
Nicht säurefestes Material, Zellen, Schleim: dunkelbrauner Schatten.
Fluoressenzmethode nach Bachmann und Finke (Schnittpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Auramin
O 0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Carbolsäure
flüssig 5 ccm
B. Brennspiritus
(Aethylalkohol) 100 ccm
Salzsäure
0,4 ccm
Natriumchlorid
0,4 g
C. Löfflers
Methylenblau
Färbevorschriff:
-
Entparaffinierte Schnitte kräftig spülen mit Wasser.
-
Färben mit Lösung A, 15 Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B, 3 Minuten. (Nach 90 Sekunden die Lösungerneuern.)
-
Spülen mit Wasser.
-
Färben mit Lösung C, 30 Sekunden.
-
Spülen mit Wasser.
-
Vorsichtig trocknen mit faserfreiem Fließpapier.
-
Bei Dauerpräparaten: Einbetten in fluoreszenzfreiem Cedernholzöl
und im
Dunkeln aufbewahren.
Färbeergebnis:
Tuberkelbazillen: hellgelb leuchtend
Achtung: die blau markierten
Produkte enthalten einen LINK auf unseren oder den Diagonal(ohne Preise)Bestell-
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Fluoreszenzmethode nach Schallock
(Schnittpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Auramin
O 0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
B. Salzsäure-Alkohol
C. Thiazolgelb 0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Entparaffinierte Schnitte aus Wasser
übertragen in Lösung A bei 37° C
für 15 Minuten.
-
Differenzieren mit Lösung B bei
37° C.
-
Spülen in Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung C,
2 Sekunden.
-
Spülen in Alkohol
50 %ig.
-
Abspülen in Wasser.
-
Eindecken mit Glycerin,
Deckgläschen
mit Wachs umranden.
Färbeergebnis:
Tuberkelbazillen: gelb leuchtend
Gewebe: schwach blau
Anm.: Material, das länger als
4 - 5 Tage in Formalin fixiert wurde, ist zur Färbung nicht mehr
geeignet.
Differenzierung von Tuberkel-
und Lepra-Bazillen
Notwendige Lösungen:
A. Anilinwasser-Gentianaviolett
B. Salpetersäure-Alkohol
10 %ig
C. Fuchsin
konz. wässrig
D. Salzsäure-Alkohol
3 %ig
E. Malachitgrün
1
g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in der Hitze.
-
Färben mit Lösung A, 5 Minuten.
-
Entfärben mit Lösung B.
-
Spülen mit Wasser.
-
Aufgeben von Lösung C.
-
Erhitzen bis zum Blasenspringen.
-
Spülen mit Wasser.
-
Entfärben mit Lösung D.
-
Spülen mit Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung E,
10 - 15 Sekunden.
-
Spülen mit Wasser, trocknen, einschließen
in neutralem Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Leprabazillen: tiefviolett
Tuberkelbazillen: rubinrot
Zellanteile und sonstige Bazillen: grün
Lit.: Cardelus-Dalfó, C. (1959), Laboratorio (Granada) 27,
531 - 533.
Ref.: Z. wiss. Mikrosk., Bd. 64, H. 6 : 380 (1960).
Achtung: die blau markierten
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Bacillus leprae (Leprabazillen)
Färbung nach Rüdel (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Carbolfuchsin
1 Teil
Wasser
dest. 1 Teil
B. Schwefelsäure
2,5 %ig
C. Löfflers
Methylenblau 1 Teil
Wasser
dest. 2 - 3 Teile
Färbevorschrift:
-
Färben der fixierten Ausstriche
mit Lösung A unter Erhitzen bis zum
Blasenspringen.
-
Mehrmaliges Spülen mit Lösung
B.
-
Spülen mit Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung C einige
Sekunden bis höchstens 1 Minute.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Leprabazillen: rot
Untergrund: blau
Tuberkelbazillen: ungefärbt
Färbung nach Unna (Schnittpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Thymen-Victoriablau
(Thymen ist eine farblose Flüssigkeit, die aus
Ajowanöl, dem Öl einer indischen Umbellifere gewonnen wird)
B. Kochsalzlösung
25 %ig
C. Pyronin G
1 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Celloidinschnitte färben in Lösung
A, 12 Stunden.
-
Spülen in Wasser.
-
Übertragen in Lösung B, 2
Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Einlegen in absoluten Alkohol
bis Zur Entfärbung.
-
Spülen in Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung C,
5 Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Entwässern in Alkohol.
10. Aufhellen in Bergamottöl,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bazillen: dunkelblau
Protoplasma, speziell Granoplasma
sowie Kerne, Keratohyalin und
Hornschicht: dunkelrot
Micrococcus gonorrhoeae (Gonokokken)
Färbung nach Schlirf (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Schlirf-Lösung
A
B. Lugolsche Lösung
C. Schlirf-Lösung B
Färbevorschrift:
-
Färben der fixierten Ausstriche in Lösung A, 1 Minute.
-
Spülen mit Wasser, trocknen zwischen Fließpapier.
-
Beizen mit Lösung B, 1 Minute.
-
Differenzieren in Alkohol,
indem zunächst die Lösung B vom Präparat ge
spült und dann unter Umschwenken
weiterer Alkohol aufgetropft wird,
bis keine Farbwolken mehr abgehen,
Dauer etwa 30 Sekunden.
-
Nachfärben mit Lösung C, 2
Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Gonokokken: tiefrosa
Gramnegative Flora: schwach gefärbt
Färbung nach Unna-Pappenheim
(Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Methylgrün-Pyronin,
Unna-Pappenheim
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene Ausstriche fixieren in Methylalkohol.
-
Färben in Lösung A, 3 - 5
Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Gonokokken: rot
Kerne: blaugrün
Färbung nach Jensen (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Methylviolett 6 B 0,5 %ig wässrig
B. Jodjodkaliumlösung,
Lugol
C. Neutralrot 0,5 g
Wasser
dest. 500 ccm
Essigsäure
1 %ig 1 ccm
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene Präparate einmal durch
die Flamme ziehen (Ausstrich nach
oben), abkühlen lassen.
-
Färben mit Lösung A, 15 -
30 Sekunden.
-
Spülen mit Lösung B.
-
Spülen mit Alkohol.
-
Aufgießen von neuem absolutem
Alkohol
-
, das Aufgießen muss außerhalb
des Ausstriches vom Rande des Objektträgers
aus erfolgen und wird
wiederholt, bis die Entfärbung
vollendet ist.
-
Nachfärben mit Lösung C, 15
- 30 Sekunden.
-
Spülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Gonokokken: hellrot
Andere Kokken und Bakterien: dunkelviolett
Färbung nach Wahl (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Wahlsche Lösung
Färbevorschrift:
-
Färben der fixierten Ausstriche
in Lösung A, 5 - 15 Sekunden
-
Kurz spülen in Wasser
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol
Färbeergebnis:
Gonokokken: rötlich violett bis schwarz
Kerne der Leukocyten: blassbläulichgrün bis hellgrün
Plasma: hellgelb oder farblos, an dicken Stellen hellgrün
Epithelien: gelblich-grün
Färbung nach Unna-Pappenheim (Schnittpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Carbol-Methylgrün-Pyronin-Lösung
Färbevorschrift:
-
Färben der nicht aufgeklebten Schnitte mit Lösung A, 5 - 10
Minuten in
Reagensgläsern, die in Wasser von 30 - 40° C gestellt werden.
-
Rasch abkühlen durch Einstellen in kaltes Wasser.
-
Waschen in Wasser, bis das zuerst grünliche Wasser blaurötlich
wird.
-
Schnitte aufkleben.
-
Leicht trocknen mit Fließpapier.
-
Eintauchen in Alkohol,
bis keine rote Farbe mehr abgeht.
-
Aufhellen in Xylol
30 Sekunden, einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Gonokokken: leuchtend rot
Kerne: blassgrün
Protoplasma: schwach rosa
Fluoreszenzmethode nach Haitinger
und Schwertner (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Acridingelb
0,2 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Hitzefixierte Präparate färben
in Lösung A, 5 Minuten.
-
Spülen mit Wasser, trocknen.
Färbeergebnis:
Kerne der Eiterkörperchen:
grünlichgelb
Plasma der Eiterkörperchen:
dunkelgrün
Gonokokken: intensiv goldgelb
Untergrund: dunkelblau
Actinomyces (Strahlenpilz)
Färbung nach Babes (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Anilinwassergentianaviolett
B. Safranin
in Anilinwasser, analog dem Anilinwassergentianaviolett
C. Jodjodkaliumlösung,
Gram
Färbevorschrift:
1. Färben der fixierten Ausstriche
in Lösung A, 5 Minuten.
2. Übertragen in Lösung
B, 10 Stunden.
3. Einlegen in Lösung C, 1 Minute.
4. Differenzieren in absolutem Alkohol.
5. Trocknen, einschließen in
Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Fäden: blauviolett
Kolbige Enden: gelbrot
Färbung nach Weigert (Schnittpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Bismarckbraun-Lösung
B.
Anilinwassergentianaviolett
C. Jodjodkaliumlösung,
Gram
D. Anilin
E. Säurefuchsin
0,2 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Vorfärben der Paraffinschnitte
in Lösung A.
-
Kurz spülen in Wasser.
-
Färben in Lösung B, 5 Minuten.
-
Spülen in Wasser, trocknen mit
Fließpapier.
-
Übertragen in Lösung C, 1
- 3 Minuten.
-
Trocknen mit Fließpapier.
-
Entfärben mit Lösung D, bis
keine Farbe mehr abgeht.
-
Einlegen in Alkohol,
2 - 5 Minuten.
-
Gegenfärben mit Lösung E,
3 Minuten.
-
Abspülen in Wasser, 2 Minuten.
-
Entwässern in Alkohol.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Mycel: dunkelblau
Kolben: fuchsinrot
Kerne: braun
Wirtz, Sporen-Färbung
Notwendige Lösungen:
A. Malachitgrün
5 g
Wasser
dest. 95 ccm
B. Safranin
O 0,5 g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren der Ausstriche in der Hitze.
-
Färben mit Lösung A, 30 -
60 Sekunden.
-
Erhitzen bis zur Blasenbildung.
-
Auswaschen des Farbüberschusses
unter fließendem Wasser, 30 Sekunden
-
Färben in Lösung B, 30 Sekunden.
-
Waschen unter fließendem Wasser.
-
Trocknen (Fließpapier).
Färbeergebnis:
Sporen: grün
Zellen: rot
Lit.: Wirtz, R. (1908), Centbl. Bakt.,
I. Abt., Orig., 46, 727 - 728
Sporenfärbung nach Rakette
Notwendige Lösungen:
A. Malachitgrün
5,0 g
Wasser
dest. 95 ccm
B. Eosin
wasserlöslich gelblich 2,5 g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Hitzefixierung.
-
Bedecken mit Lösung A, 20 Sekunden
aufkochen, weitere 30 Sekunden
einwirken lassen.
-
Spülen in Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung B,
1 Minute.
-
Spülen mit Wasser, trocknen, einschließen
in neutralem Balsam
oder Malinol
Färbeergebnis:
Sporen: grün
Bakterienleib: rosa-rot
Sporenfärbung nach Möller (Darstellung der Tetanusbazillen-Sporen)
Notwendige Lösungen:
A.
Chromsäurelösung 5 %ig
B. Carbolfuchsin
C. Schwefelsäure
5 %ig
D. Methylenblaulösung
wässrig
Färbevorschrift:
-
Fixierte Ausstriche werden zunächst 2 Minuten mit Chloroform über
gossen, um etwaige Fettröpfchen, die nach der Färbung
Sporen vor
täuschen .könnten, zu entfernen.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Einlegen in Lösung A, 2 Minuten.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Färben mit Lösung B, 1 Minute.
-
Differenzieren in Lösung C.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung D, 30 Sekunden.
-
Abspülen mit Wasser dest.
10. Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Sporen: rot
Bazillen: blau
b) Tierische Parasiten
Spirochaeta pallida (Syphilisspirochaeten)
Färbung nach Keil (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Astraviolett 2 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene Ausstriche auf sorgfältig gereinigten
Objektträgern
bedecken
mit Lösung A, 3 - 5 Minuten.
-
Vorsichtig Erwärmen.
-
Spülen mit Wasser, trocknen, einschließen
in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Pallidaspirochaeten: rot-violett
Anm.: Durch Vermeiden jeder Reizung,
wie Fixation, wird die weitestgehende Erhaltung der
charakteristischen Form der Spirochaeta
pallida erreicht.
Färbung nach Becker (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Rugesche Lösung: Formalin
20 ccm
Eisessig
1 ccm
Wasser
100 ccm
B. Tannin 10 g
Carbolsäure
1 g
Wasser 100 ccm
C. Carbolfuchsin,
Ziehl-Neelsen
Färbevorschrift:
-
Dünne lufttrockene Ausstriche von
Reizserum fixieren in Lösung A,
unter 2 - 3 maligem Wechsel für
die Dauer von 1 Minute.
-
Spülen in Wasser, 10 Sekunden.
-
Beizen in Lösung B unter Erwärmen
(nicht über 50° C) 30 Sekunden
-
Spülen in Wasser, 30 Sekunden.
-
Färben in Lösung C unter leichtem
Erwärmen, 30 - 45 Sekunden
-
Abspülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in neutralem
Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Spirochaeta pallida und RekurrenZspirochaeten:
intensiv rot
Anm.: Die steilen Windungen der Pallidaspirochaeten
bleiben gut erhalten.
Negativdarstellung nach Burri
Notwendige Lösung:
A. Burri-Tusche
Färbevorschrift:
-
Einen Tropfen Reizserum oder einen Tropfen
des von der Schnittfläche
eines Organes abgestreiften Saftes
auf einem Objektträger
mit einem
Tropfen dest. Wasser und einem Tropfen
Burri-Tusche
verreiben.
-
Gemisch mit dem Rande eines Objektträgers
oder Deckgläschens
in dünner
Schicht möglichst gleichmäßig
ausstreichen.
-
An der Luft trocknen lassen, etwa 30
- 60 Sekunden.
-
Mit Ölimmersion untersuchen.
Färbeergebnis:
Die Spirochaeten heben sich ungefärbt
von dem gleichmäßig braun gefärbten Untergrund ab.
Negativdarstellung nach Eisenberg
Notwendige Lösung:
A. Cyanochin Eisenberg)
Färbevorschrift:
-
Einen Tropfen Untersuchungsmaterial
mit einem Tropfen Lösung A auf einem
Objektträger
möglichst gleichmäßig verreiben und in dünner Schicht
ausstreichen.
-
An der Luft trocknen lassen.
-
Mit Ölimmersion untersuchen.
Färbeergebnis:
Die Spirochaeten heben sich als
gestochen scharfe, farblose oder höchstens schwach rosa gefärbte
Spiralen von dem blau-violetten Untergrund ab.
Malariaplasmodien
Färbung nach Manson (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Borax-Methylenblau,
Manson
(Vor Gebrauch mit Wasser 1 : 40 verdünnen.)
Färbevorschrift:
-
Fixieren der lufttrockenen, möglichst
dünnen Ausstriche mit Methylalkohol
-
, 5 Minuten.
-
Färben mit Lösung A, 10 -
15 Sekunden.
-
Spülen mit Wasser, bis das Präparat
einen grünlichblauen Farbton angenommen hat.
-
Trocknen mit Fließpapier.
-
Sofort untersuchen mit Ölimmersion
oder einschließen in neutralem Balsam
oder Malinol
Färbeergebnis:
Erythrocyten: grünlich
Leukocyten und Parasiten: intensiv blau
Färbung mit Azur-Eosin (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Azur-Eosin-Lösung
Giemsa
Färbevorschrift:
-
Fixieren der lufttrockenen, sehr dünnen Ausstriche in Methylalkohol,
2 - 3 Minuten oder Alkohol
absolut. 15 - 20 Minuten.
-
Abtupfen mit Fließpapier.
-
Färben mit Lösung A (10 Tropfen
auf 10 ccm absolut neutrales Wasser)
30 - 40 Minuten.
-
Gut spülen mit Wasser.
-
Trocknen zwischen Fließpapier.
-
Einschließen in neutralem Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Chromatin der Parasiten und Schüffnersche
Tüpfelung: leuchtend rot
Protoplasma der Parasiten: blau
Leukocytenkerne: violett-rotviolett
Erythrocyten: rosa-braunrot
Anm.: Bei älteren Präparaten
gelingt diese Methode nur, wenn die Präparate absolut
trocken aufbewahrt wurden.
Zur Darstellung der Maurerfleckung
und Schüffnerschen Tüpfelung ist es vorteilhaft,
dem zur Verdünnung der Farblösung
verwendeten Wasser einen Tropfen 0,1%iger
Kalium-Carbonatlösung zuzusetzen.
Färbung alter Trockenausstriche
nach Giemsa (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Azur-Eosin-Lösung
B. Pufferlösung
nach Weise
C. Natriumcarbonatlösung
1 %ig wässrig
D. Natriumphosphat
(NaH2PO4 • 2 H2O) 0,1% ig wässrig
-
Eosin
0,1%ig wässrig(verdünnen
aus 2%)
Achtung: die blau markierten
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Färbevorschrift:
Da die Präparate bereits durch
den langen Aufenthalt über Chlorkalzium hinreichend fixiert
sind, sofort
-
Färben in verdünnter Azur-Eosin-Lösung
(10 Tropfen Lösung A auf 10 ccm Lösung B und 1 Tropfen Lösung
C) 45 Minuten.
-
Kräftig abspritzen mit Wasser.
-
Differenzieren in Lösung D, der
vor Gebrauch auf je 10 ccm 2—3 Tropfen Lösung E zugesetzt wird. Die
Einwirkungsdauer beträgt 1 - 4 Minuten.
Die Differenzierung ist beendet,
wenn der blaue Farbton des Ausstriches in rötlich-braun übergegangen
ist. Ein reiner Eosinton zeigt Überdifferenzierung an und ist zu vermeiden.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Trocknen, einschließen in neutralem
Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Chromatin der Parasiten: leuchtend
rot
Protoplasma der Parasiten: blau
Leukocytenkerne: violett-rotviolett
Erythrocyten: rosa-braunrot
Färbung nach Schilling (Ausstrichpräparate)
Methode des dicken Bluttropfens,
zum Nachweis spärlicher Parasiten.
Notwendige Lösung:
A. Azur-Eosin-Lösung
Färbevorschrift:
-
Auf einem gründlich gereinigten
Objektträger
lässt man einen dicken Tropfen Blut an der Luft trocknen, 1 - 2 Stunden.
-
Nicht fixiertes Präparat übergießen
mit Lösung A (verdünnt 10 Tropfen auf 10 ccm Wasser
dest.).
-
In horizontaler Lage Auftreten von gelben
Haemoglobinwolken nach 2 - 3 Minuten.
-
Frische verdünnte Lösung A
von einer Seite aus zugießen und alte Lösung dadurch abschwemmen.
Nun färben 30 - 60 Minuten.
-
Abspülen mit Wasser, trocknen durch
Senkrechtstellen des Objektträgers (kein Fließpapier).
-
Untersuchen mit Ölimmersion.
Färbeergebnis:
Die Parasiten sind durch die langsame
Eintrocknung etwas entstellt, die Färbung entspricht sonst aber völlig
dem bekannten Bild der Azur-Eosin-Färbung.
Zu beachten ist, dass die Blutplättchen
infolge ihrer basophilen Grundsubstanz und mit ihren azurophilen blassrötlichen
Zerfallskörnchen für den Ungeübten Parasiten vor-täuschen
können.
Färbung mit Azur-Eosin (Schnittpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Azur-Eosin-Lösung,
Giemsa
B. Essigsäure
0,5 %ig
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Alkohol
absolut., einbetten in Paraffin.
-
Herstellen sehr dünner Schnitte.
-
Färben mit Lösung A (verdünnt
10 Tropfen auf 10 ccm Wasser
dest.) in zugedeckter Schale 20 - 24 Stunden.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B, bis
der Schnitt rötlich erscheint.
-
Auswaschen in Wasser, trocknen zwischen
Fließpapier.
-
Differenzieren in absolutem Alkohol,
bis der Schnitt blassblau erscheint.
-
Abtrocknen, aufhellen inXylol,
einschließen in Balsam
neutral oder Malinol.
Färbeergebnis:
Malariaplasmodien: blassblau
Chromatin der Malariaplasmodien:
leuchtend rot
Erythrocyten: rosa
Dysenterieamoeben
Färbung nach Jäger (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Sublimatlösung
1 %ig 100 ccm
Alkohol
absolut 50 ccm
Eisessig
3 Tropfen
B. Jodjodkaliumlösung
C. Haemalaun,
sauer
D. Eosin
0,1% ig wässrig (verdünnen
aus 2%)
Färbevorschrift:
-
Fixieren der feuchten Ausstriche in Lösung A, 12 Minuten.
-
Einlegen in 70
%igen Alkohol, dem Lösung B bis zur
blassgelben Färbung.zugesetzt ist,
10 - 15 Minuten.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Färben in Lösung C, 10 Minuten.
-
Abspülen mit Leitungswasser, bis
ein blauer Farbton hervortritt.
-
Nachfärben mit Lösung D, 1
- 2 Minuten.
-
Entwässern in Alkohol,
übertragen in Xylol.
-
Einschließen in neutralem Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne der Amöben: rot
Übrige Zellen: blau
Färbung nach Jäger (Schnittpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Sublimatlösung
1 %ig 100 ccm
Alkohol
absolut 50 ccm
Eisessig
3 Tropfen
B. Jodjodkaliumlösung
C. Haemalaun,
sauer
D. Safranin
0,1 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Fixieren des Materials möglichst
rasch nach dem Tode in Lösung A, 1 Stunde oder länger.
-
Abspülen mit Wasser
-
Behandeln mit Alkohol
70% ig, dem soviel Lösung B zugesetzt
wird, bis eine blassgelbe Tönung auftritt.
-
Einbetten in Paraffin,
aufkleben, entparaffinieren.
-
Färben mit Lösung C, 10 -
15 Minuten.
-
Abspülen mit Wasser, bis ein blauer
Farbton hervortritt.
-
Nachfärben mit Lösung D, 2
- 3 Minuten.
-
Entwässern in Alkohol,
aufhellen in Xylol.
9. Einbetten in neutralem Balsam
oder Malinol
Färbeergebnis:
Kerne der Amöben safraninrot
Übrige Zellen: blau
Trichomonas vaginalis (Trichomonaden)
Notwendige Lösungen:
A. Physiologische
Kochsalzlösung
B. Brillantcresylblau-Lösung
nach Bender-Hettche
Färbevorschrift:
-
Ein Teil Trichomonadeneiter mit drei
Teilen Lösung A verreiben.
-
Eine Öse mit einem Durchmesser
von 4 - 6 mm des aufgeschwemmten.Eiters auf ein Deckglas
bringen und dahinein einen Tropfen der verdünnten Lösung B verreiben.
-
Präparat mit mittelstarkem Trockensystem
untersuchen.
Färbeergebnis:
Leukocyten, Epithelien, Lymphocyten:
blau
Kerne: tiefblau
Trichomonaden: ungefärbt
c) Filtrierbare Infektionserreger
Lyssa (Tollwut, Hundswut)
Färbung nach Gerlach (Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Carbolfuchsin,
Ziehl-Neelsen 3 ccm
Methylenblau
nach Löffler 6 ccm
Wasser
dest. 50 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren der lufttrockenen Ausstriche
in Methylalkohol.
-
Spülen mit Wasser.
-
Anhaftende Wasserreste abschwenken (nicht
abtrocknen).
-
Lösung A auftropfen, bis Zur Dampfbildung
erhitzen.
-
Präparat in der warmen Farblösung
hin und her bewegen.
-
Farblösung abgießen, Färbung
noch zweimal mit neuer Farblösung wiederholen.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Trocknen, Deckglas
auflegen.
Färbeergebnis:
Ganglienzellen: blau
Negrische Körperchen: rot mit
blauer Innenstruktur
Erythrocyten: ungefärbt oder
blassrot
Färbung nach Mann-Bohne (Schnittpräparate)
Notwendige Lösungen:
A. Eosin-Methylblau
nach Mann
B. Alkohol
absolut 30 ccm
Natronlauge 1 %ig alkoholisch 5
Tropfen
C. Wasser
dest. 30 ccm
Essigsäure
1 Tropfen
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Färbevorschrift:
-
Fixieren möglichst dünner Schnitte aus dem Ammonshorn in Alkohol
bei 37° C,
30 - 40 Minuten.
-
Einbetten in Paraffin
(Schnelleinbettung).
-
Schneiden, aufkleben, entparaffinieren.
-
Färben in Lösung A, 30 - 240
Sekunden.
-
Kurz abspülen in Wasser.
-
Abspülen in absolutem Alkohol.
-
Einlegen in Lösung B, 15 - 20 Sekunden.
-
Kurz abspülen in Alkohol.
-
Abspülen in Wasser, 1 Minute
-
Einlegen in Lösung C, 1 - 2 Minuten.
-
Entwässern in Alkohol.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Negrische Körperchen: rot
Gewebe: blau
Variola (Pocken)
Der Erreger selbst ist unbekannt.
Impft man von einer Pockenpustel mit einem feinen Schnitt die Cornea eines
Kaninchens, so macht sich nach 2 Tagen eine weißliche Trübung
bemerkbar und bei der mikroskopischen Untersuchung findet man in den Hornhautepithelien
runde Gebilde, die Guarnierischen Körperchen. Dieselben Gebilde finden
sich auch nach Impfung der Hornhaut mit Vaccine-lymphe, nicht aber nach
der Impfung mit dem Inhalt der Varicellenbläschen. Die Guarnierischen
Körperchen sind für Variola spezifisch. Paschen gelang in der
Pockenpustel der Nachweis überaus kleiner runder Körperchen =
Paschen'sche Elementarkörperchen.
Färbung nach Paschen (Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A.
Löffler's Geißelbeize
B. Carbolfuchsin
Färbevorschrift:
-
Variolapustel mit Deckglas
anritzen, austretenden Gewebesaft mit der Kante eines Deckglases unter
leichtem Druck aufnehmen und nach Art eines Blutausstriches auf einem Objektträger
ausstreichen.
-
Vollständig an der Luft trocknen
lassen, Dauer etwa 12 - 24 Stunden.
-
Fixieren in Alkohol
absolut, 1 - 10 Stunden oder in Methylalkohol
5 - 10 Min.
-
Beizen in A 3 Minuten unter Erwärmen,
bis eben Dämpfe aufsteigen.
-
Abspülen in Wasser.
-
Färben in B unter Erwärmen
für 2 - 4 Minuten.
-
Abspülen in Wasser, trocknen, einschließen
in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Elementarkörperchen dunkelrot
gefärbt auf hellrotem Grunde.
Anm.: Die Methode nach Paschen eignet
sich für Kinderlymphe, Variolapustelinhalt und
Klatschpräparate der infizierten
Kaninchenhornhaut.
Färbung nach Sorgenfrei (Schnittpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Chromosmiumessigsäure
nach Flemming.
B. Haematoxylinlösung
Ehrlich,
von der zum Gebrauch 1 Teil mit 19 Teilen 2 %iger
Kaliumalaunlösung verdünnt
wird.
C. Ein Gemisch aus gleichen Teilen
Safranin-Anilin-Lösung
und 1 g Safranin
O in 100 ml
Alkohol
absolut, und 50 ml Wasser gelöst.
D. Tannin-Pikrinsäure = Tannin
25 g, Pikrinsäure
0,1 g, dest. Wasser
100 ml.
Färbevorschrift:
-
Abschaben eines kleinen Fetzens verdickten
Hornhautepithels von der
mit
5%iger Cocainlösung unempfindlich gemachten Hornhaut.
-
Fetzen in einem Tropfen 1
%iger Essigsäure schnell unter Präpariermikroskop
oder Präparierlupe zerzupfen, bis kleinste, dünnste, nur aus
2 - 3 Zellagen zusammen-gesetzte Epithelhaufen entstehen.
-
Essigsäure
mit Fließpapier vorsichtig absaugen.
-
Fixieren in A für 15 Minuten.
-
Aus waschen in fließendem Wasser
für 10 Minuten.
-
Färben in B für 15 Minuten.
-
10 - 15 Minuten auswaschen in Wasser.
-
Nachfärben in C für 30 Sekunden.
-
10 - 15 Minuten beizen und differenzieren
in D.
-
Abspülen in Alkohol,
bis ein Umschlag nach Violett erfolgt
-
Aufhellen in Xylol,
einschließen in Balsam
oder Malinol
Färbeergebnis:
Die Guarnierischen Körperchen sind blauviolett gefärbt
und heben sich deutlich von der safraninroten Umgebung ab.
Färbung nach Heidenhain-van Gieson (Schnittpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. Haematoxylin, Heidenhain I (= Eisensalz)
B. Haematoxylin, Heidenhain II (= Haematoxylin)
C. van Gieson's-Lösung
Färbevorschrift:
-
Hornhautfetzen, wie vorstehend präpariert, fixieren in
Chromosmiumessigsäure
nach Flemming (30202) 15 Minuten.
-
Abspülen in Wasser für 10
- 15 Minuten.
-
Färben in B, mit der gleichen Menge
dest. Wasser
verdünnt für 24 Stunden.
-
Abspülen in Wasser.
-
Differenzieren in A unter Kontrolle
mit dem Mikroskop, bis Zcllsubstanzen hell erscheinen.
-
Abspülen in Wasser.
-
3 - 5 Minuten färben in C.
-
Kurz abspülen in Wasser, etwa 30
Sekunden.
-
Entwässern in Alkohol,
aufhellen in Xylol.
10. Einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Guarnierische Körperchen blauschwarz,
Kerne hellbraun, Centrosomen rotbraun, Protoplasma gelb, Bindegewebe rot,
Leukocyten dunkelbraun gefärbt.
Fleckfieber (Rikettsia Prowazeki)
Die von Riketts und v. Prowazeki im
Darm von Kleiderläusen gefundenen kleinsten bakterienartigen Gebilde
finden sich nur in mit Fleckfieberblut infizierten Kleiderläusen.
Ob sie die Erreger des Fleckfiebers sind, ist noch nicht entschieden, doch
ist ihr Nachweis von diagnostischer Bedeutung.
Färbung nach Castaneda (Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
A. 23,86 g Dinatriumphosphat
werden in 1 Liter dest. Wasser
gelöst.
B. 11,34 g Monokaliumphosphat werden
in 1 Liter dest. Wasser
gelöst.
C. Pufferlösung = 88 ml A gemischt
mit 12 ml B.
D. Methylenblaulösung
nach Löffler.
E. 0,5 %ige Lösung von Safranin
O in dest. Wasser.
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene Ausstriche von verdächtigen Kleiderläusen 5 Minuten
fixieren
in Methylalkohol.
-
Färben in einem Gemisch aus:
20 ml Pufferlösung C
1 ml Formalin
37 %ig
3 Tropfen D für die Dauer von
2 - 3 Minuten.
-
Abspülen in Wasser für 30
Sekunden.
-
Gegenfärben in E für 1 - 2
Minuten.
-
Kurz abspülen in dest. Wasser.
-
Trocknen und einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Rikettsien blau, Zellen blassrosa,
Kerne rot gefärbt.
Färbung nach Giemsa (Schnittpräparate)
In Schnittpräparaten finden
sich die Rikettsien besonders im Magen der Läuse. Zur Färbung
dient die Azur-Eosin-Lösung
nach Giemsa nach der unter Malariaplasmodien
für Schnittpräparate angegebenen Vorschrift. Die Rikettsien färben
sich dabei blass-rubinrot.
Papageienkrankheit (Psittakose)
Der Erreger der Psittakose ist noch
nicht bekannt. Der Nachweis im menschlichen Material von Patienten gelingt
meist sehr schlecht. Üblich ist die intraperitoneale Impfung von Mäusen
mit einer Emulsion aus infektiösem Material. Die Mäuse sind nach
etwa 3 Wochen zu töten, falls sie nicht von selbst sterben, da auch
stumme Infektionen vorkommen. Zwischen den Darmschlingen im Abdomen sowie
auf dem Peritoneum parietale und viscerale der infizierten Tiere findet
sich reichlich stark fadenziehendes Exsudat, das zur Untersuchung verwendet
wird. Nachgewiesen werden die sogenannten LevinthaPschen Körperchen,
die für Psittakose charakteristisch sind. Sie finden sich immer in
großen vakuolisierten Peritonealepithclien und Zum Teil in Leukocyten
in dichten Haufen und Streifen eingeschlossen, zum Teil auch frei außerhalb
der Zellen.
Färbung nach Castaneda (Ausstrichpräparate)
Erforderliche Lösungen:
Gebraucht werden die unter Fleckfieber
angegebenen Lösungen A, B, C, D, E.
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene Exsudat-Ausstriche fixieren
in Methylalkohol
für 5 Minuten
-
Färben in einem Gemisch aus:
95 ml Pufferlösung C
5 ml Formalin
37%
10 ml Löffler's
Methylenblau für 3 - 4 Minuten.
-
Kurz abspülen in dest. Wasser,
etwa
30 Sekunden.
-
Gegenfärben in Safraninlösung
E für 2 Sekunden.
-
Abspülen in dest. Wasser.
-
Trocknen, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Die Levinthal‘schen Körperchen
erscheinen als feine zartblaue, kokkoide
Gebilde, die Zellen sind rosa gefärbt.
Anm.: Da die Infektionsgefahr sehr
groß ist, dürfen Untersuchungen auf Psitta-
kose nur unter größten
Vorsichtsmaßregeln und nur an dafür besonders
eingerichteten Instituten vorgenommen
werden.
Lit.: Harald Mohs, Zbl. Bakter. I
Orig., Bd. 136, H 1/2 (1936).
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Färbung nach Herzberg (Ausstrichpräparate)
Virusfärbung
Notwendige Lösung:
A. Victoriablau-Lösung nach Herzberg
(vor Gebrauch stets frisch filtrieren)
Färbevorschrift:
Virusausstriche bei Seuchenuntersuchungen dreimal durch die Flamme
ziehen, sonst
24 Stunden an der Luft trocknen lassen. Klatschpräparate sollen
nicht älter als
10 -15 Tage sein.
-
Färben in Lösung A, 3 - 10 Minuten.
-
Spülen in Wasser
dest. unter leichtem Bewegen, 30 Sekunden.
-
Erneut spülen mit dest. Wasser.
-
Trocknen, untersuchen mit Ölimmersion.
Färbeergebnis:
Elementarkörperchen je nach
Art: hell-, dunkel- bis schwarzblau
Anm.: Durch Zusatz von 0,25 ccm gesättigter
Zitronensäurelösung zu 5 ccm frisch filtrierter Farblösung
kann die Färbekraft verstärkt werden.
Fluoreszenzmethode nach Hagemann
(Ausstrichpräparate)
Notwendige Lösung:
A. Primulin 0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Carbolsäure
flüssig 2 ccm
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene, möglichst dünne
Ausstriche färben mit Lösung A, 15 Sekunden
-
Abspülen mit Wasser, trocknen
Färbeergebnis:
Viruskörperchen: weiß
bis bläulichweiß fluoreszierend
Untergrund: dunkel-violett
Anm.: Für den Menschen hochinfektiöses
Material kann vor der Färbung durch Fixierung
abgetötet werden, ohne die Färbung
zu beeinflussen. Hierzu eignet sich dreimaliges
Durchziehen der lufttrockenen Ausstriche
durch die Flamme, ferner Behandeln mit
Äthylalkohol
96% ig oder Formalin
4% ig für 5 - 10 Minuten. Die schönsten Bilder
werden jedoch bei Färbung
unvorbehandelter Präparate erhalten.
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Eisenhaematoxylin-Duropicrofuchsin
Gewebefärbung
Notwendige Lösungen:
A. Eisenhaematoxylin Weigert A und
B
(vor Gebrauch 1:1 zu mischen)
B. Duropicrofuchsin
1,25 g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Bouin
oder Helly,
einbetten in Paraffin.
-
Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren,
durch absteigende Alkoholreihe
einlegen in Wasser.
-
Färben in Lösung A, 2 Minuten.
-
Waschen mit fließendem Wasser,
10 Minuten.
-
Färben mit Lösung B, 3 - 5
Minuten.
-
Abspülen mit Wasser.
-
Entwässern, aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: dunkelbraun
Bindegewebe: leuchtend rot
Muskelgewebe: gelb
Lit.: Weigert, K. (1904), Ztschr.
f. wiss. Mikr., 21 : 1
Haematoxylin-Säurefuchsin-Tuchechtgelb
Gewebe-Färbung
Notwendige Lösungen:
A. Eisenhaematoxylin Weigert A
und
(vor Gebrauch 1:1 zu mischen)
B. Essigsäure
1 %ig wässrig
C. Säurefuchsin-Tuchechtgelb
1,5 g
Wasser
dest. 90 ccm
Eisessig
12 Tropfen
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Formalin,
Zenker,
Helly
oder Bouin,
einbetten, entparaffinieren,
durch absteigende Alkoholreihe einbringen
in Wasser.
-
Übertragen und färben in Lösung
A, 3 - 5 Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B.
-
Waschen in fließendem Wasser,
10 Minuten.
-
Färben in Lösung C, 5 Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B.
-
Abwischen der Unterfläche und freien
Oberfläche des Objektträgers
mit Filtrierpapier.
10. Übertragen in absoluten
Alkohol,
aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: dunkelbraun
Muskelgewebe: rot
Bindegewebe: gelb
Lit.: Wallart, J. & Houette,
Ch. (1934), Bull. Hist.appl., 12 B. 254 - 256.55
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Aldehydfuchsin-Dreifachfärbung
Elastische Fasern, Mucin, Collagen-Fasern
Notwendige Lösungen:
A. Aldehydfuchsin-Gebrauchslösung:
= Aldehydfuchsin-Stammlösung
(0,75 g Aldehydfuchsin
in 70
%igem Alkohol) 25 ccm
Alkohol
70 %ig 75 ccm
Eisessig
1 ccm
B. Pontacylblauschwarz
SX 0,6 g
Kaliumdichromat
0,4
g
Wasser
dest. 80 ccm
C. Echtgelb
2,0
g
Alkohol
95 %ig 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Bouin,
Zenker
oder Formalin.
-
Entparaffinieren und einlegen in 70
%igem Alkohol.
-
Färben in Lösung A, 30 Minuten.
-
Waschen in 70
%igem Alkohol, übertragen in Wasser.
-
Färben in Lösung B, 15 Minuten.
-
Waschen in Wasser.
-
Differenzieren in 70
%igem Alkohol (bis keine Farbabscheidung
mehr erfolgt).
-
Färben in Lösung C, 5 Minuten.
-
Waschen in 95
%igem Alkohol.
-
Entwässern, aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Elastische Fasern: dunkelrot
Collagene-Fasern: leuchtend gelb
Mucin: rötlich purpur
Kerne: blaugrün
Cytoplasma: gelb bis grün
Lit.: Green, J. A.; Wood, M. L.
(1959), Stain Tech., 6 : 313
AZANFÄRBUNG nach Heidenhain-Geidies
Bindegewebe
Notwendige Lösungen:
A.
Kernechtrot-Aluminiumsulfat 5,2 g
Wasser
dest. 95 ccm
B. Phosphorwolframsäure
5,0 g
Wasser
dest. 95 ccm
C. Anilinblau-Orange-Eisessig
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Carnoy, Bouin
oder Held.
-
Färben der entparaffinierten Schnitte
in Lösung A, 30 Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Beizen mit Lösung B, 10 - 15 Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Färben mit Lösung C, 5 - 10
Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Differenzieren und Entwässern mit
Isopropylalkohol
(Mikroskopkontrolle).
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: rot
Collagenes Bindegewebe: blau
Erythrocyten: orange
Gliafasern: rot
Protoplasma, Muskulatur: rotorange
Lit.: Geidies, H. (1954), Mikrokosmos 10 : 239
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Kernechtrubin
Bindegewebe
Dieser neu entwickelte Farbstoff entspricht in der Einfachheit seiner
Anwendung und der Licht-echtheit dem vorstehend erwähnten Kernechtrot,
er färbt aber die Kerne intensiver rot, etwa im Farbton des früher
verwendeten Azokarmins.
Erforderliche Lösungen:
A. Kernechtrubin 0,1 g ohne Erwärmen in 100 ml dest.
Wasser
lösen und 1 ml Eisessig
zufügen. Die Lösung ist unbegrenzt haltbar.
B. Anilinblau-Orange
nach Halmi-Konecny =
0,1 g Anilinblau
0,3 g Orange
G
0,5 g Phosphorwolframsäure
1 ml Eisessig
100 ml dest. Wasser,
kochen, erkalten lassen, filtrieren
Formolfixiertes
Material
Färbevorschrift:
1. Färben in A für 5 Minuten.
2. Abspülen in dest. Wasser.
3. 5 Minuten einlegen in Phosphorwolframsäure
5 %ig.
4. Abspülen in dest. Wasser.
5. Übertragen in B für
8 Minuten.
6. Abspülen in dest. Wasser.
7. Kurz differenzieren in 96
%igem Alkohol, aufhellen in Xylol,
einbetten in
Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne intensiv rot, Collagenes Bindegewebe
blau, Erythrocyten orange, Gliafasern rot, Protoplasma und Muskulatur rotorange
gefärbt.
Anm.: Statt B kann auch Azan-Lösung
Heidenhain mit gleichem Erfolg verwendet
werden.
Hämalaun-Erythrosin-Safran
nach Masson
Mehrfachfärbung
Notwendige Lösungen:
A. Haemalaun,
sauer, Mayer
B. Salzsäure-Alkohol
C. Erythrosin
1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Formalin
37 % einige Tropfen
D. Safran du Gatinais 2g
Wasser 100 ccm
1 Stunde kochen, erkalten lassen,
zufügen:
Tannin 5 %ig wässrig 1 ccm
Formaldehyd
37 %ig 1 ccm
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Färbevorschrift:
1. Fixieren, einbetten.
2. Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren, durch absteigende Alkoholreihe
einbringen in Wasser.
3. Übertragen in Lösung A, färben 4—6 Minuten. (Kerne
müssen gut gefärbt sein,
Mikroskopkontrolle. Collagenes-Gewebe jedoch ungefärbt, gegebenenfalls
mit
Lösung B differenzieren).
4. Waschen mit Wasser, 10 Minuten.
5. Färben mit Lösung C, 5 Minuten
6. Spülen mit Wasser.
7. Differenzieren mit 70
%igem Alkohol, einige Sekunden.
8. Waschen mit Wasser.
9. Färben mit Lösung D,
5 Minuten.
10. Rasch spülen mit Wasser
und trocknen (Fließpapier).
11. Rasch entwässern mit absolutem
Alkohol.
12. Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol
Färbeergebnis:
Kerne: dunkelblau
Cytoplasma: rötlich
Muskel-, Nerven-, elastische Fasern: rot
Collagenes-Gewebe, Knorpel, Knochen: gelb
Lit.: Ref.: Romeis, Mikr. Techn. (1948) § 711
Muchaematein, Mayer
Mucinfärbung
Notwendige Lösung:
A.
Muchaematein, Mayer
Färbevorschrift:
-
Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren, durch absteigende Alkoholreihe,
einbringen in Wasser
-
Färben mit Lösung A, 5 - 10 Minuten
-
Farbüberschuss absaugen mit Filtrierpapier
-
Spülen in Wasser, 3 - 5 Minuten
-
Gründlich waschen mit 95
%igem Alkohol
-
Entwässern, aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol
Färbeergebnis:
Mucin: tiefviolett
Zellkerne: lichtblau Bindegewebe: hellgrau oder ungefärbt
Lit.: Laskey, A. M. (1950), Stain Tech., 25 : 33
Achtung: die blau markierten
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Alcianblau GS
Mucinfärbung
Notwendige Lösungen:
A. Alcianblau 8 GS 1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Eisessig
10 Tropfen
Chloroform einige Tropfen
B. Haemalaun,
Mayer
C. Eosin,
gelblich 0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Pikrinsäurelösung.
-
Einbringen der Paraffinschnitte in Wasser.
-
Färben mit Lösung A, 10 -
40 Sekunden.
Anm.: Eine längere Färbezeit
muss unbedingt vermieden werden, da sonst eine starke
Überfärbung erfolgt.
-
Waschen in Wasser.
-
Färben in Lösung B, 5 - 10
Minuten.
-
Gegenfärben mit Lösung C,
sofern erwünscht.
-
Entwässern, aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Mucin: blaugrün
Lit.: Steedman, H. F. (1950), Quart.
J. Microsc. Sc. 91:477
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Mucicarmin, Mayer
Mucinfärbung
Notwendige Lösung:
A. Mucicarmin
conc., Mayer
Färbevorschrift:
-
Fixieren in
Alkohol,
einbetten in Paraffin
oder Celloidin.
-
Schnitte aufkleben, entparaffinieren.
-
Nach absteigender Alkoholreihe färben
in Lösung A für 10 - 15 Minuten.
-
Abwaschen mit Wasser.
-
Entwässern mit Alkohol
absolut.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Anm.: Wurden in Celloidin eingebettete
Schnitte verwendet, so erfolgt die Aufhellung mit
Terpinoel oder Origanumöl.
Färbeergebnis:
Mucin: rot
Lit.: Mayer, P. (1896), Mitt. Zool.
Stat. Neapel, 12, 303 - 330
Mucicarmin- Haematoxylin-Metanilgelb
Mucinfärbung
Notwendige Lösungen:
A. Eisen-Haematoxylin, Weigert
A und B (gleiche Teile unmittelbar vor dem
Gebrauch gemischt)
B. Metanilgelb 0,25 g
Essigsäure
0,25 %ig 100 ccm
C. Mucicarminlösung
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Formalin
1:10, einbetten in Paraffin.
-
Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren.
-
Durch absteigende Alkoholreihe, waschen
in Wasser.
-
Färben in Lösung A, 1 Minute.
-
Waschen in Wasser. Färben in Lösung
B, 30 Sekunden.
-
Waschen in Wasser.
-
Färben in Lösung C, 45 Minuten.
-
Waschen in Wasser, entwässern,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: schwarz
Bindegewebe: gelb
Mucin: rot
Lit.: Mayer, P. (1896), Mitt. Zool.
Stat. Neapel, 12, 303—330;
Masson, P. (1923), Traité
de Path. Medicale (Maloine et Fils, Paris)
Pikrinsäure-MALLORY-Färbung
für Bindegewebe
Notwendige Lösungen:
A. Eisenalaun
5
g
Wasser
dest. 100 ccm
in der Kälte lösen, zufügen:
Coelestinblau
0,5 g
3 Minuten kochen, erkalten lassen,
filtrieren, einschütten in:
Glycerin7
ccm
Anm.: Lösung ist mehrere Monate
haltbar.
B. Haemalaun,
sauer, Mayer
C. Picroorange 8,2 %ig in 80
%igem Alkohol (Orange
G in mit Pikrinsäure
gesättigt.Alkohol)
D. Säurefuchsin
1
g
Trichloressigsäure
3 g
Wasser
dest. 100 ccm
E. Phosphorwolframsäure
1 %ig wässrig
F. Anilinblau
wasserlöslich 2 g
Essigsäure
2 %i
g wässrig 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Formol-Sublimat,
einbetten in Paraffin.
-
Aufkleben der Schnitte, einlegen in
90
%igen Alkohol.
-
Entfernen des Quecksilber-Niederschlages.
-
Gut waschen in Wasser.
-
Färben in Lösung A, 3 - 7
Minuten.
-
Waschen in Wasser.
-
Färben in Lösung B, 3 - 7
Minuten.
-
Waschen in Wasser, mindestens 2 Minuten.
-
Spülen in 95% igem Alkohol.
-
Färben in Lösung C, 2 Minuten.
-
Färben in Lösung D, 5 Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Kurz eintauchen in eine Mischung gleicher
Teile Lösung D und 80%
igen Alkohol.
-
Behandeln mit Lösung E, 5 - 10
Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Färben mit Lösung F, 2 - 10
Minuten.
-
Spülen mit Wasser.
-
Entwässern mit absolutem
Alkohol.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: blauschwarz
Cytoplasma, Muskelgewebe: rot
Erythrocyten: rot-orange
Bindegewebe blau
Fibrin: lebhaft rot
Lit.: Lendrum, A. C. (1949), J. Path.
& Bact., LXI 443 - 448
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Wasserblau-Orcein-Safranin
Epithel-Fasern
Notwendige Lösungen:
A. Wasserblau
1 g
Orcein
0,75
g
Glycerin
20 ccm
Äthylalkohol
50 ccm
Essigsäure
5 %ig 100 ccm
B. Eosin
1,25 %ig alkoholisch (verdünnen
aus 2%)
C. Hydrochinon
1 %ig wässrig
D. Safranin
O 1 %ig wässrig
E. Kaliumdichromat-Lösung
0,5 %ig
Färbevorschrift:
-
Fixieren in 10
%igem Formaldehyd, einbetten in Paraffin
oder Celloidin.
-
Einbringen in Wasser, färben in
einer Mischung aus
10 ccm Lösung A
3 ccm Lösung B
3 ccm Lösung C für 10 Minuten.
-
Gut waschen in Wasser.
-
Färben mit Lösung D, 10 Minuten.
-
Waschen mit Wasser.
-
Eintauchen in Lösung E, 10 - 30
Minuten.
-
Waschen in Wasser, entwässern mit
Alkohol
absolut, aufhellen in Bergamottöl.
-
Unter dem Mikroskop kontrollieren, nötigenfalls
mit Alkohol und Bergamottöl differenzieren, bis Überfärbung
durch Safranin reduziert ist.
-
Einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Epithel-Fasern: rot
Kerne: blass violett
Plasmosomen: rot
Cytoplasma: blau bis violett
Granula der neutrophilen Leukocyten:
himmelblau
Elastische Fasern: rot
Collagen-Fasern: blau
Lit.: Carleton, H. M. & Leach,
E. H. (1947), Histological Technique, Seite 285,
(Oxford University Press)
Unna, P. G. (1910), Histotechnik
der leprösen Haut, (Voss, Leipzig)
Naphtolgrün B-Haematoxylin
für Bindegewebe
Notwendige Lösungen:
A. Haematoxylin - Weigert
A
B. Haematoxylin - Weigert
B
C. Eosin
gelbl. 1 %ig wässrig
D. Ferrichlorid
(wasserfrei) 10 %ig wässrig
E. Naphtolgrün
B 1 %ig wässrig
F. Aceton-Xylol
1 : 1
Färbevorschrift:
-
Aufkleben des Paraffinschnittes, einlegen in Wasser.
-
Färben in einer frisch hergestellten Mischung von gleichen Teilen
Lösung A und B, 6 Min.
-
Waschen in Wasser, färben in Lösung C, 3 Minuten.
-
Waschen in Wasser, einlegen in Lösung D, 5 Minuten.
-
Gut abwaschen mit Wasser, färben mit Lösung E, 5 Minuten.
-
Differenzieren in 1
%iger Essigsäure, 2 - 3 Minuten.
-
Gut trocknen, entwässern mit Aceton,
aufhellen in Lösung F, einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bindegewebe: grün Muskeln
und Cytoplasma: rosa
Lit.: Lillie, R. D. (1954), J. Techn.
Meth., 25:32
Congorot
für Amyloid in Geweben
Notwendige Lösungen:
A. Congorot
1 %ig wässrig
B. Lithiumcarbonat,
gesättigt wässrig
C. Haematoxylinlösung
Delafield
Das in Formalin
oder Alkohol
fixierte Material kann eingebettet in Celloidin
oder Paraffin
oder als Gefrierschnitt verwendet werden.
Färbevorschrift:
-
Aufkleben des Schnittes, einlegen in
Wasser.
-
Färben mit Lösung A, 10 -
30 Minuten.
-
Eintauchen in Lösung B, 15 Sekunden.
-
Entfärben mit 80%
igem Alkohol, bis keine Farbwolken mehr
abgehen.
-
Waschen mit fließendem Wasser,
15 Minuten.
-
Färben mit Lösung C, 5 - 10
Minuten.
-
Waschen mit Wasser, entwässern,
aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Anm.: Wurden in Celloidin eingebettete
Schnitte verwendet, erfolgt Entwässerung mit
Isopropylalkohol
an Stelle von Äthylalkohol.
Färbeergebnis:
Amyloid: rot
Kerne: blau
Lit.: Bennhold, H. (1922), Münch.
Med. Woch., Seite 1537;
Cowdry, E. V. (1952), Laboratory
Techniquc in Biology & Medicine;
Seite 11; (Balliere, Tindell &
Cox, London);
Hess, G. (1942), Arch. Path., 34:92
- 105;
Taren, A. G. (1936-37), J. Lab. Clin.
Med., 22:975 - 977
Carbol-Fuchsin-Methylgrün
für Hyaline Substanz
Notwendige Lösungen:
A. Carbol-Fuchsin,
Ziehl-Neelsen 5 ccm
Wasser
dest. 45 ccm
B. Methylgrün
1 %ig in Carbolsäure
5 %ig
Färbevorschrift:
-
Fixieren, einbetten in Paraffin.
-
Aufkleben des Schnittes, einlegen in
Wasser.
-
Färben mit Lösung A, 15 -
45 Minuten.
-
Waschen mit Wasser, vorsichtig abtrocknen (Fließpapier).
-
Entwässern mit Alkohol.
-
Differenzieren und gegenfärben
mit Lösung B, 2 - 3 Minuten.
-
Waschen mit Alkohol.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Hyaline Substanz: rot
Kerne: hellgrün
Lit.: Carleton, H. M. & Leach,
E. H. (1947), Histological Technique (Oxford University Press); Seite 307
- 308
ALDEHYD-FUCHSiN nach Gomori-Gabe
Elastische Fasern
Notwendige Lösungen:
A. Kaliumpermanganat
2,5 %ig 1 ccm
Schwefelsäure
5 %ig 1 ccm
Wasser
dest. 6 ccm
B. Natriumbisulfit
2 %ig wässrig
C. Eisentrioxyhaematein, Hansen siehe
Fussnote *)
D. Aldehydfuchsin-Gebrauchslösung:
Aldehydfuchsin-Stammlösung
25 ccm
Alkohol
70 %ig 75 ccm
Eisessig
1 ccm
Anm.: Diese Lösung ist bei Zimmertemperatur
einige Monate haltbar. (Herstellung der
Aldehydfuchsin-Stammlösung:
0,75 g Aldehydfuchsin
werden in 100 ccm Alkohol
70
%ig
gelöst)
E. Pikroindigokarmin(fertige
Lösung) (1 g)
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixierung nach Bouin,
einbetten in Paraffin
oder Celloidin.
-
Schnitte aufkleben, entparaffinieren,
über absteigende Alkoholreihe ein
bringen in Wasser.
-
In Lösung A oxydieren, 20 - 30
Sekunden.
-
Kurz spülen mit Wasser.
-
Waschen in Lösung B.
-
Spülen in fließendem Wasser,
30 Sekunden.
-
Färben mit Lösung C, 1 Minute.
-
Spülen in fließendem Wasser.
-
Färben mit Lösung D, 2 Minuten.
-
Kurz spülen in Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung E,
20 Sekunden.
-
Entwässern, aufhellen mit Toluol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Elastische Fasern, Knorpelsubstanz,
Mucin: intensiv rot
Kernchromatin: schwarz oder braun
Basophiles Cytoplasma: grau
Acidophiles Cytoplasma, Muskelfasern:
grün
Collagene Fasern: blau
Lit.: Bull. Micro, appl., 2e
Série, Tome 3,N°s 11 et 12 Nov. - Dec. 1953
*)A: 10g violette Eisenalaunkristalle+
1,4g Ammoniumsulfat
unter leichtem Erwärmen in 150 ml Wasser lösen.
B: 1,6
Hämatoxilin werden
in 75 ml Wasser
unter Erwärmung gelöst.
Nach Erkalten der beiden Lösungen
wird Lösung A unter ständigem Umrühren in die in einer Porzellanschale
befindliche Lösung B gegossen( nicht umgekehrt!), worauf die vereinigte
Lösung erst braun, dann blau, dann dunkelviolett wird. Nun erhitzt
man langsam zu Kochen, lässt höchsten 30-60 Sek. sieden, wobei
man nur wenig umrührt um die Luftoxidation nicht zu sehr zu steigern.
Sodann wird rasch abgekühlt, indem man die Schale auf kaltem Wasser
schwimmen lässt.
Resorcinfuchsin, Weigert
Elastische Fasern
Notwendige Lösungen:
A. Resorcinfuchsin,
Weigert
B. Kernechtrot-Aluminiumsulfat
5,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Susa,
Helly
oder Stieve
einbetten in Paraffin,
entparaffinieren.
-
Übertragen der Schnitte aus 80
%igem Alkohol in Lösung A, färben
10 - 30 Minuten.
-
Färben in Lösung B, 5 - 10
Minuten.
-
Waschen mit Wasser.
-
Differenzieren mit 96
%igem Alkohol.
-
Entwässern, aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: rot
Elastische Fasern: schwarzblau
Lit.: Weigert, C. (1898), Zbl. Path.,
9:289 - 292.
Congorot-Anilinblau-Orange G
für Elastische Fasern
Notwendige Lösungen:
A. Aluminiumchlorid
2 %ig wässrig
B. Congorot
2 g
Natriumzitrat
2,5
g
Glycerin
1 ccm
Wasser
dest. 97 ccm
C. Anilinblau
1,5 g
Orange
G 2,25 g
Resorcin
3 g
Phosphormolybdänsäure
1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
Das Material kann fixiert in 10
% igem Formaldehyd oder als Gefrierschnitt
verwendet werden.
-
Waschen des Schnittes in Wasser, einlegen
in Lösung A, 10 Minuten.
-
Waschen mit Wasser, entwässern,
färben mit Lösung B, 10 Minuten.
-
Waschen mit Wasser, mehrmals gründlich
durch Einlegen.
-
Färben mit Lösung C, 5 - 10
Minuten.
-
Vorsichtig spülen, trocknen mit
Fließpapier.
-
Entwässern mit Alkohol,
aufhellen in Origanumöl, waschen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol
Färbeergebnis:
Elastische Fasern: hellrot
Fibrin: dunkelblau
Erythrocytcn: gelblichorange
Lit.: Krajian, A. A. (1941), Canadian J. Med., 3:207.
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MOLLIER-Vierfachfärbung
Elastische Fasern
Notwendige Lösungen:
A. Orcein
1 g
Alkohol
70 %ig 100 ccm
Salzsäure
conc. 1 ccm
B. Eisenhämatoxylin,
Weigert A
Weigert
B
Vor Gebrauch sind beide zu gleichen
Teilen zu mischen.
C. Salzsäure-Alkohol
D. Azocarmin
G 0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
kochen, erkalten lassen, filtrieren,
zufügen:
Eisessig
1 ccm
E. Phosphorwolframsäure
5 g
Wasser
dest. 95 ccm
F. Naphtolgrün
B 1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Eisessig
1 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Zenker,
Helly,
Bouin
oder Carnoy.
-
Übertragen der Schnitte aus 70
%igem Alkohol in Lösung A; färben
12 Stunden.
-
Waschen in Wasser, bis zu völliger
Entfernung des Farbüberschusses.
-
Färben in Lösung B, 12 - 30
Minuten.
-
Waschen in Wasser.
-
Kurz differenzieren in Lösung C
-
Waschen unter fließendem Wasser,
6 Minuten.
-
Färben in Lösung D (Mikroskopkontrolle,
da leicht eine Überfärbung erfolgt).
-
Waschen in Wasser.
-
Entfärben der Collagen-Fasern mit
Lösung E, 2 - 3maliger Badwechsel,
Gesamtbehandlung 3 - 6 Stunden.
-
Waschen in Wasser.
-
Färben mit Lösung F, 15 -
30 Minuten.
-
Übertragen in 95
%igen Alkohol und schütteln, 30 Sekunden.
-
Entwässern, aufhellen, einbetten
in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Elastische Fasern: schwarz
Collagen-Fasern: grün
Skelett-Muskulatur: hellrot
Glatte Muskulatur: rosa
Epithclzellen: rot
Kernchromatin: schwarz
Lit.: Mollier, G. (1938), Zts. Wis.
Mikr., 55:472
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ROMANES-Silberchlorid-Methode
Nervenzellen
Notwendige Lösungen:
A. Silbernitrat
0,1 %ig wässrig 3 ccm
Wasser
dest. 100 ccm
gut mischen, zufügen:
Natriumchlorid
0,1 %ig wässrig 1 ccm
gut mischen,
wenn nötig, einstellen der Mischung
auf PH 7,8 durch wenige Tropfen stark verdünnter Ammoniaklösung.
Anm.: Lösung ist nicht haltbar
und muss unter Lichtabschluss aufbewahrt werden.
B. Hydrochinon
1 g
Natriumsulfit
10 g
Wasser
dest. 100 ccm
C. Goldchlorid
0,5 %ig wässrig
D. Oxalsäure
2 %ig wässrig
E. Natriumsulfit
5 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Formalin
oder Bouin.
-
Übertragen in 2% ige Lösung
von Ammoniak (spez. Gew. 0,89) in 70
%igem
Alkohol,
einige Stunden.
-
Gut waschen in-Wasser, entwässern,
einbetten in Paraffin.
-
Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren,
durch absteigende Alkoholreihe
einlegen in Wasser.
-
Färben in Lösung A unter Lichtabschluss
bei 58° C, 16 Stunden.
-
Sofort übertragen in Lösung
B bei 18 - 20° C, 5 Minuten.
-
Gut waschen in Wasser.
-
Tönen in Lösung C, 10 Minuten.
-
2 mal waschen in Wasser je 15 Sekunden.
-
Reduzieren in Lösung D bis die
Nervenanteile deutlich sichtbar sind, ca. 3 Minuten.
-
Waschen in fließendem Wasser.
-
Fixieren in Lösung E, 3 - 5 Minuten.
-
Gut waschen.
-
Entwässern, aufhellen, einbetten
in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Nervenfasern: purpur bis schwarz
Kerne: rot
Neurofibrillen: purpur
Keratin: gelb
Knochenzellen: schwarz
Lit.: Romanes, G. J. (1950), J. of
Anatomy, 84, II, 104 - 116
Natronlauge-Silbermethode
nach O. Schultze-Lobo
Achsenzylinder, Neurofibrillen im zentralen
und peripheren Nervensystem
Erforderliche Lösungen:
A. 4 g Natriumhydroxyd
pro analysi werden in genau 100 ml dest. Wasser
gelöst = Stammlösung.
B. Silbernitratlösung
10 %ig 5 ml, Pyridin
pur. 25 Tropfen, dest. Wasser
20 ml,
Alkohol
absolut. 15 ml. Diese Lösung ist 1
- 2 Monate haltbar.
C. Hydrochinon
1 g, 250 ml dest. Wasser,
Formalin
70 ml, Aceton
40 ml.
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Formalin
1:9 Wasser mindestens 3 Tage, jedoch nicht länger
als 3 Monate.
-
Gefrierschnitte anfertigen von 25 –
30 µ, gut auswaschen in dest. Wasser.
-
Entschlacken für 5 - 8 Minuten
bei 60° C in verdünntem A. Man nimmt von A auf 50 ml dest. Wasser
jeweils für Nervenfasern von Gehirn, Rückenmark, Ganglien, Auge
10 ml, für Nervenzellen 6 ml, für sympathische Ganglienzellen
5 ml, für Achsenzylinder 10 ml, für Hüllen 5 ml, für
Neurokeratin 0,5 ml.
-
Auswaschen in mehrfach gewechseltem
dest. Wasser
bis sich das Waschwasser auf Zusatz von einigen Tropfen Phenolphtalein
1 %ig wässrig nicht mehr rot färbt.
-
Einlegen der Schnitte in die auf 60°
C erwärmte Lösung B bis sie kastanienbraun sind.
-
Einige Minuten reduzieren in C.
-
Gut auswaschen.
-
Entwässern in der üblichen
Weise und überführen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Achsenzylinder, Neurofibrillen
schwarz, Ganglienzellen bräunlich gefärbt.
Anm.: Soll vergoldet werden, so
bringt man die Schnitte nach 7. für 5 Minuten in eine
0,2 %ige Goldchloridlösung,
wäscht dann in dest. Wasser
aus, überträgt für eine Minute in 5 %ige, wässrige
Natriumthiosulfatlösung
und verfährt dann weiter nach 8. Für Neuroglia fixiert man statt
in Formalin
1:9 in Formalin 110 ml, Bromammonium
16 g, dest. Wasser
500 ml, und zwar Microglia 2 - 3 Tage, protoplasmatische Glia
15 - 30 Tage, Faserglia 1/2 - 2
Monate. So vorbehandeltcs Material kann dann in
10 %igem Formalin aufbewahrt werden.
Lit.: Lobo 1937. Sobre una nova técnica
de impregnacao do sistemo nervosa.
Patologia general. Bd. 22, S. 4 -
7
Haematoxylin-Schnellfärbung
nach Benda
Markscheiden-Schnellfärbung
Erforderliche Lösungen:
A. Chromalaunbeize = 2,5 g Chromalaun
werden in 100 ml dest. Wasser
zum Kochen erhitzt, wenn die Lösung richtig siedet, wird die Flamme
gelöscht. Dann fügt man unter Rühren 5 ml 30
%ige Essigsäure und schließlich
unter ständigem Rühren mit einem Glasstab 5 g fein gepulvertes
neutrales Kupferacetat zu.
B. Haematoxylinlösung nach Böhmer
oder Delafield.
C. 2 g Borax
und 2,5 g Kaliumferricyanid
werden in 100 ml dest. Wasser
unter Erwärmen gelöst.
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Formol
1:10 und herstellen von Gefrierschnitten.
-
Übertragen der Schnitte ohne Alkoholbehandlung
aus Wasser für einige
Stunden in A.
-
Gründlich auswaschen in dest. Wasser.
-
Einlegen in B für 24 Stunden.
-
Gründlich auswaschen in Leitungswasser
und differenzieren in C bis die
graue Substanz von der weißen
Substanz deutlich zu unterscheiden ist.
-
Gründlich auswaschen in Leitungswasser
und über die aufsteigende
Alkoholreihe, Xylol
einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Die Markscheiden sind dunkelblau,
Degenerationen rot gefärbt.
Lit.: C. Benda, Neurol. CentralbL,
Bd. XXII, 1903, Nr. 3, S. 139 - 140.
Goldimprägnation nach Biondi
Bindegewebe im Zentralnervensystem
Erforderliche Lösungen:
A. 8 - 9%ige Lösung von Kaliumpermanganat
in dest. Wasser.
B. Kaliumsulfit-Oxalsäure:
Man mischt unmittelbar vor dem Gebrauch
gleiche Mengen 1 %iger Kaliumsulfitlösung
und 1 %iger Oxalsäurelösung.
Die Mischung hält sich nur
kurze Zeit. Dagegen sind die getrennten
Lösungen unbeschränkt
haltbar.
C. Unmittelbar vor dem Gebrauch werden
gemischt 2 ml einer 1 %igen
Lösung von Goldchlorid
mit 2 ml einer 5 %igen Lösung von
Sublimat
und 10 ml dest. Wasser.
Diese Menge genügt für höchstens
4 Schnitte. Die getrennten Lösungen
von Goldchlorid
und Sublimat
sind haltbar.
D. 2 %ige wässrige Lösung
von Natriumthiosulfat.
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Formol
1: 0, Gefrierschnitte von 25 - 30 µ Dicke.
-
Auffangen der Schnitte im Wasser auf
Filtrierpapierstreifchen und mit
diesen übertragen in A. In
gleicher Weise werden die Schnitte nach 10 Minuten
wieder in Wasser übertragen.
Die Schnitte werden in der Kaliumpermanganatlösung
so spröde, dass die gewöhnliche Übertragung mi tGlasstäbchen
nicht möglich ist. Im reinen Wasser erhalten sie dann ihre gewöhnliche
Festigkeit wieder.
-
Ganz kurz abspülen mit dest. Wasser.
-
Einlegen der Schnitte in B bis sie entfärbt
sind.
-
Kurz auswaschen in 2 Schalen mit dest.
Wasser.
-
Übertragen in C und 20 Stunden
im Dunkeln stehen lassen.
-
Gründlich auswaschen in mehrfach
gewechseltem dest. Wasser
und um
ein Nachdunkeln zu vermeiden 1 Minute
in D fixieren.
-
Gründlich auswaschen in mehrfach
gewechseltem dest. Wasser,
über die
aufsteigende Alkoholreihe, Xylol
einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Die Bindegewebefasern sind sehr scharf
in tiefschwarzem Ton auf violettem Untergrund imprägniert.
Lit.: Referiert nach Romeis, Mikroskopische
Technik, 15. Aufl., 1948, § 1882
Eisen-Haematoxylin nach Weigert
Darstellung der Markscheiden
Erforderliche Lösungen:
A. Beize I = 5 g Kaliumbichromat
und 2,5 g Fluorchrom werden durch Kochen
in 100 ml Wasser gelöst. Nach
dem Erkalten wird filtriert.
B. Beize II = 2,5 g Fluorchrom werden
in 100 ml dest. Wasser
durch Kochen
gelöst. Wenn die Lösung
siedet, löscht man die Flamme und setzt 5 ml Eisessig
zu und dann unter dauerndem Rühren
mit einem Glasstab 5 g fein gepulvertes Cuprum aceticum neutrale.
C. 1 g Haematoxylin
wird in 100 ml Aethylalkohol
96 %ig gelöst. Die Lösung muss
gut ausgereift sein, also einen braunen,
nicht gelben Farbton besitzen.
D. 4 ml Liquor
ferrisesquichlorati werden mit 96 ml dest.
Wasser
gemischt.
Unmittelbar vor dem Gebrauch werden
gleiche Teile C und D gemischt.
.E Borax
2 g und Kaliumferricyanid
2,5 g werden unter Erwärmen in 100 ml
dest. Wasser
gelöst.
Färbevorschrift:
-
Fixierung in 10
%igem Formol.
-
Beizen der nicht über 2 cm dicken
Stücke in A 4 - 14 Tage, die weiße
Substanz soll zuletzt überall
braun, nicht gelb aussehen.
-
Auswaschen im Dunkeln in 70%
igem Alkohol, bis dieser sich nicht mehr
färbt.
-
Celloidineinbettung und Anfertigung
der Schnitte.
-
Beizen der Schnitte 24 - 48 Stunden
bei 37° C in B.
-
Abspülen in 70
%igem Alkohol und färben in dem Gemisch
C-D für 24 Stunden.
-
Abspülen in Leitungswasser und
differenzieren in E bis die weiße Substanz
(Markscheiden) schwarz, die graue
Substanz dagegen hellgelb bis bräunlich
erscheint, im Durchschnitt 15 -
30 Minuten.
-
Waschen in Leitungswasser für 24
Stunden, eventuell unter Zusatz von
einigen Tropfen wässriger Lithiumcarbonatlösung.
-
Entwässern, Xylol,
einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Die Markscheiden sind blauschwarz,
alles übrige Gewebe ist gelbbraun gefärbt.
Lit.: Mayer, Paula (1909). Zur Technik
der Markscheidenfärbung.
Neurolog. Zbl., Bd. 28, S.
353 - 354.
Silberimprägnotion nach
Bielschowsky
Achsenzylinder und Neurofibrillen
Erforderliche Lösungen:
A. Silbernitratlösung
3 %ig wässrig, vor dem Gebrauch jeweils frisch filtriert.
B. Ammoniakalische Silbernitratlösung:
Zu 10 ml einer 10 %igen Silber
nitratlösung werden unter Schütteln
5 Tropfen reinster 40 %iger Natron
lauge zugesetzt. Es entsteht ein
brauner Niederschlag. Nun wird tropfen
weise starker Ammoniak zugesetzt
unter ständigem Schütteln, bis der
größte Teil des Niederschlages
wieder gelöst ist. Ein Überschuss an Am
moniak darf nicht vorhanden sein.
Man lässt deshalb einige Körnchen des
braunen Niederschlages ungelöst.
Diese werden abfiltriert und das Filtrat
mit dest. Wasser
auf 20 ml aufgefüllt
C. Goldchloridlösung:
3 - 5 Tropfen einer 1 %igen Lösung aus gelbem
Goldchlorid
werden in 10 ml dest. Wasser
getropft.
D. 5 %ige wässrige Lösung
von Natriumthiosulfat.
Färbevorschrift:
Möglichst frisches Material
verwenden, Gefrierschnitte 5 - 10 µ stark. Keine Metallinstrumente
verwenden.
-
Fixieren in Formalin
40 %ig 1 Teil und 9 Teile Leitungswasser für 24 - 48 Stunden.
-
Auswäschen in fließendem
Wasser 2 - 3 Stunden.
-
Schneiden auf dem Gefriermikrotom und
Auffangen der Schnitte in
dest. Wasser,
Schnittdicke 5 - 10 µ.
-
Noch 1 - 2 Stunden in 3 - 4mal gewechseltem
dest. Wasser.
-
Einlegen in A für 24 Stunden.
-
Rasch durchziehen durch dest. Wasser
etwa 2 - 3 Sekunden. Bleibt der Schnitt zu lange im dest. Wasser,
kommt keine einwandfreie Imprägnierung zustande.
-
Einlegen in B für 10 - 20 Minuten
bis der Schnitt eine gelbliche Tönung angenommen hat.
-
Rasch durchziehen durch 2 - 3 Schalen
mit dest. Wasser.
-
Reduzieren in Formol
säurefrei (1 Teil Formel : 4 Teilen Leitungswasser) 10 Minuten, die
Schnitte färben sich hierbei schiefergrau bis schwärzlich.
-
15 Minuten auswaschen in Leitungswasser.
-
Einlegen in C bis der braune Ton des
Präparates nach grau oder grauviolett umge-schlagen ist.
-
Fixieren in D für 1 - 2 Minuten.
-
Sorgfältig auswaschen in Leitungswasser
für 1 - 2 Stunden.
-
Durch die aufsteigende Alkoholreihe,
Carbolxylol,
Xylol (nicht länger als unbedingt nötig) durchführen und
einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Neurofibrillen schwarz gefärbt
auf hellem Grunde, ebenso die perizellulären Netzstrukturen der Ganglienzellen.
Auch die dünnsten Achsenzylinder treten klar hervor.
Lit.: Bielschowsky, Journal für
Psychologie und Neurologie, Band 3, Seite 169 -189 und Band 4, Seite 227
– 236
Silber-Protein-Methode nach
Bodian
Darstellung der Achsenzylinder und Neurofibrillen
Erforderliche Lösungen:
A. Fixierungslösung = 5 ml
Formalin,
5 ml Eisessig,
90 ml Alkohol
80 %ig.
Das Ergebnis der Bodianschen Methode
hängt weitgehend von der Art
der Fixierung ab. Bodian hat deshalb
für die verschiedenen Elemente
etwa 10 verschiedene Fixierungsgemische
angegeben. In den meisten Fällen
kommt man mit dem vorstehenden Gemisch
aus.
B. 1 g Silber-Protein abwiegen und
direkt von dem Wiegepapier auf die Ober
fläche von 100 ml Wasser in
feinster Verteilung aufstäuben, ruhig stehen
lassen, bis das Pulver zu Boden
gesunken ist. Dann erst wird das Pulver
durch Schütteln vollständig
zur Lösung gebracht. Die Lösung wird nicht
erwärmt.
C. Hydrochinon
1 g, Natriumsulfit
wasserfrei (Na2SO3) 5 g werden in 100 ml
Wasser gelöst.
D. Goldchloridlösung
1 %ig wässrig, der vor dem Gebrauch auf 100 ml
3 Tropfen Eisessig
zugefügt werden.
E. Oxalsäure-Lösung
2 %ig wässrig .
F. Natriumthiosulfat-Lösung
5 %ig wässrig.
Färbevorschrift:
-
Die fixierten und entparaffinierten
Schnitte kommen aus Wasser für 12 - 48
Stunden bei 37° C in B, dem
unmittelbar vor dem Einlegen der Schnitte
auf 100 ml 4 - 5 g metallisches
Kupfer (Kupferdraht oder Kupferspäne,
sorgfältig gereinigt) zugefügt
wurden.
-
Abspülen in dest. Wasser.
-
Reduzieren in C für etwa 10 Minuten.
-
Waschen in mindestens dreimal gewechseltem
dest. Wasser.
-
Übertragen in D für die Dauer
von 5 - 10 Minuten.
-
Waschen in dest. Wasser.
-
Einstellen in E, bis die Schnitte schwach
rötlich oder bläulich sind.
-
Waschen in dest. Wasser.
-
5 - 10 Minuten fixieren in F.
10. Waschen in dest. Wasser,
entwässern, einschließen in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Achsenzylinder und Neurofibrillen
sind schwarz oder purpurschwarz gefärbt
Anm.: Die Silber-Protein-Lösung
kann nur einmal verwendet werden. Celloidinschnitte
müssen vor der Imprägnierung
vom Celloidin befreit werden. Schnitte von altem
Formolmaterial kommen vor der Imprägnation
über Nacht in 5
%ige Essigsäure.
Dadurch wird die Mitfärbung
der kollagenen Fasern verhindert. Gegenfärbung mit
Acridinrot,
Azan-Lösung
oder Lichtgrün-Orange
nach Foley ist möglich und kann
empfohlen werden.
Lit.: Bodian, 1937, Anat. Rec. 69, S.
153 - 162
Blutfärbungen
Vorbemerkungen:
Bei Verwendung von Eosin-Methylenblaulösungen ist folgendes
zu beachten: Um stets brauchbare Resultate zu erzielen, dürfen nur
reine Glasgefäße verwendet werden, die nicht mit Säure
in Berührung gekommen sind. Die Objektträger
bzw. Deckgläser dürfen nur mit Äther-Alkohol,
keinesfalls mit Säure oder Salzsäure-Alkohol
gereinigt sein. Selbst wiederholtes Abspülen in reinem Wasser entfernt
nicht die letzten Säurereste, so dass einwandfreie Färbungen
nicht erhalten werden. Das zum Verdünnen der Farblösungen gebrauchte
Wasser muss absolut neutral reagieren. Es ist in folgender Weise auf Brauchbarkeit
zu prüfen: Zu 100 ccm dest. Wasser
gibt man 3 Tropfen Bromcresolpurpurlösung
und fügt dann unter ' ständigem Umschütteln tropfenweise
1%ige Sodalösung zu, bis die gelbe Farbe des Wassers in Violett umgeschlagen
ist. Dieser violette Farbton muss mindestens eine Minute bestehen bleiben.
Wird die Lösung in dieser Zeit wieder gelb oder farblos, so reichte
der Sodazusatz noch nicht aus und es ist noch ein weiterer Tropfen zuzufügen.
Die so ermittelte Anzahl Tropfen fügt man nun zu je 100 ccm desjenigen
Wassers, das zur Verdünnung verwendet werden soll. Diese Wasserprüfung
ist jedesmal zu wiederholen, da Wasser, das im Untersuchungsraum aufbewahrt
wird, durch den Einfluss der Luft seinen Säuregehalt täglich
ändern kann.
Das Wasser soll mindestens Zimmertemperatur
haben, andernfalls ist es anzuwärmen, Temperaturen über 40°
C sind jedoch zu vermeiden. Farbstoffniederschläge lassen sich entfernen,
indem man die Präparate nach der Färbung mit absolutem Alkohol
übergießt, mit Wasser abspült und dann trocknet. Am besten
färben sich Präparate, die 2 - 24 Stunden alt sind. Ältere
Präparate färben sich langsamer und zeigen meist eine rotbraune
Erythrocytenfärbung. In zu dicken Ausstrichen oder auch überfärbten
Präparaten haben die Erythrocyten oft einen schmalen blauen Rand oder
erscheinen überhaupt blau.
Richtig gefärbte Präparate
zeigen im auffallenden Licht einen roten bis violettroten Farbton. Zu kurz
gefärbte Präparate erscheinen grau bis höchstens schwach
rosa. Überfärbte Präparate haben eine ausgesprochene violette
bis blaue Tönung. In beiden Fällen lassen sich noch Verbesserungen
erzielen, indem man zunächst durch Xylol
das Cedernholzöl entfernt, die Präparate dann abtrocknet und
darauf nochmals für einige Minuten in die Farblösung einlegt
bzw. bei Überfärbung längere Zeit kräftig mit Wasser
abspült oder - falls dieser Vorgang nicht zum Ziele führt - die
Präparate für einige Sekunden in Methylalkohol
eintaucht.
Färbung nach Jenner (frische
Ausstriche)
Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau
nach Jenner
Färbevorschrift:
-
Möglichst dünne, lufttrockene, nicht fixierte Ausstriche einlegen
in Lösung A,
3 Minuten.
-
Zufügen der gleichen Menge dest. Wassers,
wie Farblösung verwendet
-
wurde, gut mischen und färben,
10 - 15 Minuten.
-
Kurz spülen in dest. Wasser.
-
Trocknen mit Fließpapier.
-
Dauerpräparate: Einschließen
in Canadabalsam
neutral oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: blau
Eosinophile Granula: tiefrot
Neutrophile Granula: bräunlichviolett
Erythrocyten: hellrot
Blutplättchen: blassblau
Färbung nach May-Grünwald
(frische Ausstriche)
Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau
nach May-Grünwald)
Färbevorschrift:
-
Gut lufttrockene, nicht fixierte Ausstriche überschichten mit Lösung
A, 3 Minuten.
-
Zufügen der gleichen Menge dest. Wassers,
durch Schwenken gute Mischung bewirken und färben, 5 - 10 Minuten.
-
Gründlich abspülen mit dest.
Wasser.
-
Vorsichtig abtupfen mit Fließpapier
und an der Luft vollständig trocknen lassen.
-
Dauerpräparate: Einschließen
in Canadabalsam
neutral oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: blau
Eosinophile Granula: leuchtend rot
Basophile Granula: dunkelblau
Neutrophile Granula: hellrot bis
purpurrote Körnchen
Erythrocyten: hellrot
Blutplättchen: hellblau
Färbung nach May-Grünwald
(ältere oder schwer färbbare Präparate)
Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau
nach May-Grünwald
Färbevorschrift:
-
Fixieren der Ausstriche in absolutem
Alkohol,
10 - 20 Minuten.
-
In einem Gemisch aus einem Teil Lösung
A und zwei Teilen dest. Wasser
färben 10 - 15 Minuten.
-
Abspülen mit Wasser, trocknen zwischen
Fließpapier.
-
Dauerpräparate: Einschließen
in Canadabalsam
neutral oder Malinol.
Färbeergebnis:
Das Resultat ist das gleiche, wie
bei frischen Ausstrichen angegeben.
Färbung nach Leishman
Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau
nach Leishman
Färbevorschrift:
-
Möglichst dünne, lufttrockene
Ausstriche bedecken mit Lösung A,
2 Minuten
-
Zufügen der doppelten Menge dest.
Wassers,
durch Schwenken mischen
und färben 10 Minuten.
-
Gründlich abspülen mit dest.
Wasser.
-
Trocknen zwischen Fließpapier
und an der Luft.
-
Dauerpräparate: Einschließen
in Canadabalsam
neutral oder Malinol.
Färbeergebnis:
Erythrocyten:
hellrosarot bis braunrot
Lymphocytenkerne: tiefdunkelblau bis blauviolett
Protoplasma der Lymphocyten: hellblau
Kerne der neutrophilen, polymorphkernigen Leukocyten: tiefblau bis
blauviolett
Granula der neutrophilen polymorphkernigen Leukocyten: rot
Kerne der eosinophilen Leukocyten: blauviolett
Granula der eosinophilen Leukocyten: tiefdunkelrot
Kerne der basophilen Leukocyten: blauviolett
Färbung nach Wright Notwendige Lösung:
A. Eosin-Methylenblau
nach Wright
Färbevorschrift:
-
Sehr dünne, lufttrockene Ausstriche
bedecken mit Lösung A, 2 Minuten.
-
Zufügen der gleichen Menge dest.
Wassers,
mischen und färben 5 Minuten.
-
Gut abspülen mit dest. Wasser.
-
Trocknen mit Fließpapier und an
der Luft.
-
Dauerpräparate: Einschließen
in Canadabalsam
neutral oder Malinol.
Färbeergebnis:
Das Resultat ist das gleiche, wie
bei Leishman angegeben.
Färbung nach Giemsa
Notwendige Lösung:
A. Azur-Eosin,
Romanowsky-Giemsa
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene, dünne Ausstriche fixieren in Methylalkohol,
5 Minuten.
-
Färben in Lösung A (verdünnt
10 Tropfen auf 10 ccm Wasser), 20 - 30 Minuten.
-
Abspülen mit dest. Wasser.
-
Trocknen zwischen Fließpapier
und an der Luft.
5. Dauerpräparate: Einschließen
in Canadabalsam
neutral oder Malinol.
Anm.: Statt dest. Wassers kann auch
gepuffertes Wasser verwendet werden.
Färbeergebnis:
Kerne: blauviolett
Eosinophile Granula: rot
Neutrophile Granula: rotviolett
Basophile Granula: blau bis blauviolett
Protoplasma der Lymphocyten: hellblau
Erythrocyten: rötlich
Kerne der Protozoen: leuchtend rot
Blutplättchen: blau mit violettem
Innenkörper
Färbung nach Giemsa (im dicken
Tropfen)
Notwendige Lösung:
A. Azur-Eosin,
Romanowsky-Giemsa
Färbevorschrift:
-
Bereitung des Präparates: Großer Bluttropfen wird auf einem
gründlich mit Äther-Alkohol
gereinigten Objektträger
ausgebreitet, dass er ungefähr 1 cm im Durchmesser groß wird.
Die Blutschicht darf nicht zu dick sein, da sie sonst leicht abblättert
und schwer färbbar ist. Das Blut lässt man bei Zimmertemperatur
(Achtung vor Fliegen) oder im Brutschrank bei 37° C trocknen. Höhere
Temperaturen sind zu vermeiden, da die Blutschicht sonst leicht abspringt.
-
Gleichzeitiges Fixieren und Färben
mit Lösung A (verdünnt 10 Tropfen auf 10 ccm dest. Wasser),
3 Minuten.
-
Jetzt auftretende grünlichgelbe
Haemoglobinwolken werden abgegossen
und nach Schrägstellen des
Objektträgers mit neuer ebenfalls verdünnter
Farblösung abgespült
-
Erneutes Aufgießen verdünnter
Farblösung und färben, 45 Minuten.oder länger.
-
Abspülen durch seitliches Nachgießen
von dest. Wasser.
-
Trocknen durch Senkrechtstellen des
Objektträgers (kein Fließpapier).
Färbeergebnis:
Gut gefärbte Präparate erscheinen rötlichviolett,
schlecht gefärbte blau. Eosinophile Leukocyten (rot punktiert) und
basische Erythrocyten (blau punktiert) sind leicht abzuschätzen.
Anm.: Um die Schwierigkeiten, die die Herstellung eines absolut neutralen
Wassers bereiten kann, zu vermeiden, wird
die Verwendung eines gepufferten Wassers mit Puffergemisch
nach Weise empfohlen.
Färbung nach Giemsa-Pappenheim
Notwendige Lösungen:
A. Eosin-Methylenblau
nach May-Grünwald
B. Azur-Eosin,
Romanowsky-Giemsa
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene, dünne Ausstriche
(Schichtseite nach unten) Unterschichten
mit Lösung A, 3 Minuten.
-
Zufügen der gleichen Menge dest.
Wassers
und färben, 1 Minute.
-
Abgießen der Farblösung (nicht
abspülen).
-
Übergießen mit Lösung
B (verdünnt 15 Tropfen auf 10 ccm dest. Wasser)
und färben, 10 - 20 Minuten.
-
Kräftig abspülen mit dest.
Wasser.
-
Trocknen zwischen Fließpapier
und an der Luft.
-
Dauerpräparate: einschließen
in Canadabalsam
neutral oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: rötlich violett
Plasma der lymphoiden Zellen: lichtblau
Lymphoide Azurkörnelung: leuchtend
purpurrot
Myeloische Azurkörnelung: violett
bis violettbräunlich
Neutralkörnelung: bräunlich
bis bläulichrosa
Eosinophile Granula: bräunlichorange
bis ziegelrot
Mastkörnung: ultramarin mit
Stich ins Violette
Erythrocyten: rosa bis bläulich
Basophile Punktierung der Erythrocyten:
kräftig cobaltblau
Färbung nach MacNeal (Ausstrich-Präparate)
Notwendige Lösung:
A. Tetrachrome
Stain, MacNeal
Färbevorschrift:
-
Dünne, lufttrockene Ausstriche mit Lösung A bedecken, 2 Minuten.
-
Zufügen des gleichen Volumens dest. Wassers,
mischen, färben für 5 Minuten.
-
Gut spülen mit Wasser.
-
Trocknen (Fließpapier), einbetten
in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Erythrocyten: gelblich rot
Polymorphkernige Neutrophile: Kerne
dunkelblau, Granula rötlich lila,
Cytoplasma schwach rosa
Eosinophile Leukocyten: Kerne blau,
Granula orange bis rot, Cytoplasma blau
Basophile Leukocyten: Kerne purpur
oder dunkelblau, Granula tief pur-pur gefärbt
Lymphocyten: Kerne dunkel purpur, Cytoplasma
himmelblau
Thrombocyten: Granula violett bis purpur
Lit.: MacNeal, W. J., (1922), J.
Amer. Med. Assoc., 78, 1112
Vital- (Supravital-)Färbung
Notwendige Lösungen:
A. Brillantcresylblaulösung
alkoholisch
B. Azur-Eosin-Lösung
Färbevorschrift:
-
Auf sorgfältig gereinigte Objektträger
setzt man einen Tropfen Lösung A
und streicht diesen nach Art der
Blutausstriche aus.
-
Ausstreichen des Blutes auf der Schichtseite
obiger Objektträger in ge
wohnter Weise, jedoch nicht zu dünn.
-
Einlegen in eine feuchte Kammer, mit
der Farbseite nach oben, Kammer
zudecken.
-
Nach 5 - 10 Minuten Präparate herausnehmen
und an der Luft trocknen lassen.
-
Fixieren der lufttrockenen Ausstriche
in Methylalkohol,
3 - 5 Minuten.
-
Färben in Lösung B (verdünnt
10 Tropfen auf 10 ccm neutrales
Wasser),
20 - 30 Minuten.
-
Abspülen mit Wasser, trocknen zwischen
Fließpapier.
-
Einschließen in Canadabalsam
neutral oder Malinol.
Färbeergebnis:
Die Methode wird hauptsächlich
Zur Darstellung der vitalfärbbaren Substanzen der Erythrocyten (Substantia
granulofilamentosa, basophile Granulation, Polychrömasie) verwendet.
Sie ergibt sehr zierliche blaue Bilder der Netzstruktur mit Erhaltung aller
sonstigen Bestandteile.
Nachweis der Bleivergiftung
im Blut
Zur Darstellung der bei Bleivergiftung
vorkommenden basophilen Körnelung der Erythrocyten eignet sich der
dünne Objektträger- oder Deckglasausstrich besser als die Untersuchung
im dicken Tropfen.
A. Färbung mit Methylenblau
Löffler
Erforderliche Lösung: 1 ml Methylenblau-Lösung
nach Löffler gemischt mit 8 ml dest.
Wasser.
Färbevorschrift:
-
Lufttrockene Ausstriche fixieren in
Methylalkohol
für 3 Minuten.
-
Nicht abspülen, sondern sofort
übertragen in das verdünnte Methylenblau
nach Löffler für gleichfalls
3 Minuten.
-
Abspülen mit Wasser, trocknen zwischen
Fließpapier 4. Untersuchen mit Ölimmersion bei voller Belichtung.
Färbeergebnis:
Die Körnelungen der Tüpfelzellen
heben sich auf dem grünblau gefärbten Erythrocyten als tiefblaue
Punkte ab. Sie können wie ein zarter Staub den ganzen Erythrocyten
bedecken oder als grobe Körnchen randständig erscheinen. Findet
man in mehreren Gesichtsfeldern ein Blutkörperchen mit dunkelblauen
Punkten, so ist eine pathologische Vermehrung dieser Zellen anzunehmen.
Wenn in 50 Gesichtsfeldern - das Gesichtsfeld zu durchschnittlich 200 Erythrocyten
- sich mehr als eine Körnerzelle befindet (gleich 100 granulierte
Erythrocyten auf 1. 000 000 rote Blutkörperchen) so gilt der Befund
als positiv, bei einem granulierten Erythrocyten in 10 Gesichtsfeldern
als unbedingt beweisend.
Achtung: die blau markierten
Produkte enthalten einen LINK auf unseren oder den Diagonal(ohne Preise)Bestell-
Katalog
B. Färbung nach Manson-Schwarz
Erforderliche Lösungen:
A. Borsäure
2 g, Methylenblau
puriss. 1 g, Wasser
dest. 100 ml =
Manson-Schwarz
I
B. Natrium
hydricum pur. 0,28 g gelöst in 100
ml dest. Wasser
=
Manson-Schwarz II
Färbevorschrift :
-
Fixieren der lufttrockenen Blutausstriche,
3 - 5 Minuten in Methylalkohol.
-
Abspülen mit Wasser und an der
Luft trocknen lassen.
-
Färben 15 - 20 Sekunden in einem
Gemisch aus 6 Tropfen A, 8 Tropfen
B und 10 ml dest. Wasser.
-
Vorsichtig abspülen mit dest. Wasser,
trocknen zwischen Fließpapier.
-
Untersuchen mit Ölimmersion.
Färbeergebnis:
Wichtig bei dieser Methode ist,
dass das verwendete dest. Wasser
frei von CO2 ist. Erythrocyten hellgrünblau, Granula tiefblau
bis schwarz gefärbt. Auswertung des Befundes wie unter A angegeben.
BARLOW's TRICHROM
Mastzellen-Granula
Notwendige Lösungen:
A. Wasser
dest. 95 ccm
Eisenalaun
5 g
Coelestinblau
0,5 g
3 Minuten kochen, erkalten lassen,
filtrieren, zufügen:
Schwefelsäure
conc. 2 ccm
Glycerin
14 ccm
B. Haemalaun,
Mayer
C. Lithiumcarbonat-Lösung,
gesättigt wässrig
D. Alkohol
70% ig 99 ccm
Salzsäure
conc. 1 ccm
E. Barlow's
Trichrom sicc. 1,55 g
Wasser
dest. 60 ccm
Salpetersäure
conc. 0,25 ccm
5 - 10 Minuten stark kochen, abkühlen
lassen,
zufügen:
Glycerin
50 ccm
auffüllen mit Wasser
dest. auf 150 ccm
Anm.: Lösung nur beschränkt
haltbar
F. Essigsäure
1% ig wässrig 100 ccm
G. Lichtgrün
0,25%ig wässrig
Achtung: die blau markierten
Produkte enthalten einen LINK auf unseren oder den Diagonal(ohne Preise)Bestell-
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Färbevorschrift:
-
Fixieren in Bouinscher
Lösung oder Alkohol.
-
Färben in Lösung A, 2 Minuten.
-
Abspülen unter Wasser.
-
Färben in Lösung B, 2 Minuten.
-
Abspülen und bläuen mit Lösung
C.
-
Differenzieren mit Lösung D.
Kontrollieren unter dem Mikroskop,
bis zur Aufhellung des Cytoplasmas und der dadurch erkennbaren Abzeichnung
der Kerne.
-
Färben in Lösung E, 5 - 15
Minuten.
-
Abwaschen in fließendem Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung F oder
G.
-
Spülen in Wasser.
-
Entwässern mit Alkohol.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam oder Malinol.
Färbeergebnis:
Mastzellen Granula: orange bis
rot
Knorpel, Keratin,
Bakterien: rosa bis rot
Mucin: zart rosa
Kerne: blau
andere Gewebeanteile: grün oder
hellgelb (je nach Gegenfärbung)
Lit.: Barlow, R. M. (1957), J. Path.
& Bact. LXXIII: 272 - 274
PAPANICOLAOU EA 36
Paraffinschnitte von Keratin-Epithel
Notwendige Lösungen:
A. Haematoxylin
Harris
B. Orange
OG6
C. Farblösung
E A 36
Färbevorschrift:
-
Fixieren in 10
%igem Formaldehyd oder 80%
igem Alkohol, einbetten in Paraffin.
-
Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren
mit Xylol.
-
Einlegen in Wasser, durch absteigende
Alkoholreihe.
-
Färben rnit Lösung A, 6 Minuten.
-
Spülen unter fließendem Wasser,
2 - 3 Minuten.
-
Waschen in aufsteigender Alkoholreihe.
-
Färben mit Lösung B, 5 Minuten.
-
Gut spülen in 95
%igem Alkohol (Gefäßwechsel).
-
Färben mit Lösung C, 2 1/2Minuten,
unter gelegentlichem Schütteln.
-
Gründlich spülen in 95
%igem Alkohol (Gefäßwechsel).
-
Entwässern mit Alkohol
absolut.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Keratin: orange
Collagenes Gewebe: orange bis rot
Lit.: Johnson, P. L. & Klein, M. N. (1956), Stain Techn. 31 :
223 - 225
Papanicolaou, G. N. (1942), Science 95 : 458
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Säurefuchsin-Essigsäure
Unterscheidung der alpha- und beta-Zell-Granula in Schleimpräparaten
Notwendige Lösung:
A. Säurefuchsin 1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Eisessig
1 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Hellyscher
Flüssigkeit, 6 - 24 Stunden, einbetten in Paraffin.
-
Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren,
durch absteigende Alkoholreihe
einbringen in Wasser.
-
Färben in Lösung A, 1 Stunde.
-
Waschen unter fließendem Wasser.
-
In noch feuchtem Zustand Kontrolle unter
dem Mikroskop, wenn beta-
Zellen nicht bläulich-violett
erscheinen, so nochmals einstündigc Färbung
mit Lösung A und erneute Kontrolle.
-
Entwässern durch aufsteigende Alkoholreihe.
-
Aufhellen in Toluol, einbetten in Canadabalsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Alpha-Zell-Granula: rot
Beta-Zell-Granula: blau-violett
Lit.: Petrovitch, A. (1953), Bull.
Micr. Appl. Ser. 2, 3; 84—85.
Erythrosin-Wasserblau-Haematoxylin
Zyklus-Diagnostik
Notwendige Lösungen:
A. Haematoxylin, Ehrlich
B. Erythrosin
0,5 %ig wässrig
C. Phosphormolybdänsäure
2 %ig
D. Wasserblau 2 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Fixieren in gleichen Teilen Äther-Alkohol,
5 - 15 Minuten.
-
Gründlich waschen in absteigender
Alkoholreihe.
-
Waschen in Wasser.
-
Färben in Lösung A, 20 Minuten.
-
Waschen in Wasser.
-
Differenzieren in 0,5 %iger Salzsäure.
-
Waschen in fließendem Wasser,
einige Stunden.
-
Bläuen in Lithiumcarbonatlösung
gesättigt wässrig.
-
Gut waschen in Wasser.
-
Einlegen in Lösung B, 15 Minuten.
-
Waschen mit Wasser.
-
Beizen in Lösung C, 5 Minuten.
-
Gut waschen in Wasser.
-
Färben in Lösung D, 20 Minuten.
-
Gut waschen mit Wasser.
-
Trocknen an der Luft, einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: dunkelblau
Cytoplasma: rot oder blau (während der Menstruation),
schwach purpur (kurz vor der Menstruation)
Lit.: Van Duijn, Inr., C. (1956), Mikroskopie, 10:396 -400
Alizarinrot S
Calcium-Nachweis
Notwendige Lösungen:
A.
Aluminiumacetat
2 %ig wässrig
B.
Alizarinrot S 1 g
Wasser
dest. 99 ccm
C. Polychromes Methylenblau, Unna
Färbevorschrift:
-
Beizen der in Alkohol
fixierten und in Paraffin
eingebetteten Schnitte in
Lösung A, 24 Stunden.
-
Waschen in Wasser.
-
Färben in Lösung B, 24 Stunden.
-
Waschen in Wasser.
-
Waschen in 95
%igem Alkohol bei 60° C.
-
Gegenfärben in Lösung C.
-
Waschen, entwässern, aufhellen
in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Calcium: rot
Cytoplasma: gelb
Kerne: blau
Knorpel: tief violett
Lit.: Langeron, M. (1934), Precis
de microscopie, 5. Aufl. (Masson & Cie., Paris)
Haematoxylin-Heidenhain
Kernfärbung
Notwendige Lösungen:
A.
Eisensalz-Lösung Heidenhain I
B. Haematoxylin
Heidenhain II
C. Orange
G 0,5 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Zenker
oder Bouin,
einbetten in Paraffin.
-
Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren.
-
Durch absteigende Alkoholreihe,
beizen in Lösung A, 30 Minuten bis
3 Stunden.
-
Waschen in Wasser.
-
Färben mit Lösung B, 1 - 3
Stunden.
-
Waschen in Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung A (Kontrolle
unter
dem Mikroskop).
-
Waschen in Wasser, 5 - 10 Minuten.
-
Gegenfarben mit Lösung C, 2 - 5
Minuten.
10. Entwässern, aufhellen
in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Kerne: schwarz
Cytoplasma-Struktur: orange
Lit.: Heidenhain, M. (1892), Festschrift
f. A. v. Kölliker
(Engelmann, Leipzig) 109 - 165
Mayer, P. (1899), Zts. Wiss. Mikr.,
16, 196 - 220
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SUDAN III
Fettfärbung
Notwendige Lösungen:
A. Sudanlösung,
Daddi
B.
Haemalaun, sauer, Mayer
Färbevorschrift:
Zur Verwendung kommen Gefrierschnitte.
-
Fixieren in Formalin
oder Helly.
-
Schnitte übertragen in 50
%igen Alkohol.
-
Färben mit Lösung A, 30 Minuten.
-
Über 50
%igen Alkohol einbringen in Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung B,
4 - 6 Minuten.
-
Spülen mit fließendem Wasser.
-
Einbetten in Glyceringelatine
Kaiser oder Gelatinol.
Färbeergebnis:
Fett: rotgelb
Kerne: violett
Lit.: Daddi, Arch. ital. Biol., Bd.
26, 142 – 146
SUDANSCHWARZ
Fettfärbung
Notwendige Lösungen:
A. Sudanschwarz
0,1 g
Alkohol
70 %ig 100 ccm
B. Kernechtrot-Aluminiumsulfat
5,2 g
Wasser
dest. 95 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Helly,
einbetten in Histowachs
oder Anfertigung von
Gefrierschnitten.
-
Übertragen aus 40 %igem Alkohol
in Lösung A für 30 Minuten bis 3 Stunden (Kontrolle).
Anm.: Großtropfiges Fett ist schon
in 5 -10 Minuten stark gefärbt.
-
Kurz spülen in Alkohol
40 %ig.
-
Gegenfärben mit Lösung B,
10 - 15 Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Einbetten in Glyceringelatine
oder Gelatinol.
Färbeergebnis:
Fett: blauschwarz
Kerne: rot
Lit.: Lison, C. R. Soc. Biol., Paris,
Bd. 115, 202 - 205
SHORR-Stain
Vaginal-Ausstriche
Notwendige Lösung:
A. Shorr, Differential Stain S
3
Färbevorschriff:
-
Fixieren der noch feuchten Ausstriche
mit gleichen Teilen Äther
und
Alkohol,
1 - 2 Minuten.
-
Färben mit Lösung A, 1 Minute.
-
Entwässern in 70
%igem und absolutem
Alkohol durch mehrmaliges
Eintauchen.
-
Aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Verhornte Zellen: orangerot
Nicht verhornte Zellen: grün
Lit.: Shorr, (1940), Science 91,
321
Shorr, (1941), Science 94, 545
Sinai, J. Mt. (1945), Hosp. XII,
667
Luxol fast blue MBS-Perjodsäure-Schiff-Methode
Nieren-Schnitte
Notwendige Lösungen:
A. Luxol
fast blue MBS 0,1 g
Alkohol
95 %ig 100 ccm
B. Lithiumcarbonat
0,05 %ig wässrig
C. Perjodsäure
0,5 %ig wässrig
D.
Schiffs-Reagens
E. Natriummetabisulfit
0,5 g
Wasser
dest. 99 ccm
Salzsäure
conc. 1 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Regaud, einbetten in Paraffin,
entparaffinieren, über absoluten
Alkohol
einbringen in 95
%igen Alkohol
-
Direkt einlegen in Lösung A, färben
2 - 4 Stunden.
-
Farbüberschuß auswaschen
mit 95
%igem Alkohol und Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B, 3
- 5 Sekunden.
-
Waschen mit 70%
igem Alkohol und Wasser.
-
Einlegen in Lösung C, 5 Minuten.
-
Übertragen in Lösung D, 20
Minuten.
-
Mehrmals waschen in Wasser.
-
Einbringen in Lösung E, 3maliger
Badwechsel, je 1 - 2 Minuten.
10. Waschen in Wasser, entwässern,
aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Bürstenbesatz: rötlich
Mitochondria: dunkelblau
Hyalin, Grundmembran: purpur
Lit.: Shanklin, W. M. & Nassar,
T. K. (1959), Stain Tech., 5:257
Fastgreen FCF-Safranin
Mitochondria-Färbung
Notwendige Lösungen:
A. Fastgreen FCF 2 g
Anilin
5 ccm
Wasser
dest. 45 ccm
B. Pikrinsäure
1,2 %ig wässrig
C. Phosphormolybdänsäure
1 %ig wässrig
D. Safranin
rein 1 g
Alkohol
50 ccm
Wasser
dest. 50 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren, einbetten.
-
Aufkleben der Schnitte, entparaffinieren,
durch absteigende Alkoholreihe
einbringen in Wasser.
-
Färben in Lösung A (auf 62°
C erwärmt), 6 Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Einbringen in Lösung B, 10 Minuten.
-
Spülen in Wasser.
-
Beizen in Lösung C, 1 Minute.
-
Waschen in Wasser.
-
Gegenfärben mit Lösung D,
3 - 6 Minuten.
10. Durch aufsteigende Alkoholreihe
entwässern (Mikroskopkontrolle, da Safranin in Alkohol löslich),
aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Mitochondria: blaugrün
Erythrocyten, Nucleoli, Plasmosomen:
grasgrün
Kerne, Plasma: safraninrot
Lit.: Harman, J. W. (1950), Stain
Tech., 25:69
Alcianblau-Perjodsäure-Schiff-Reaktion
Mucopolysaccharide
Notwendige Lösungen:
A. Alcianblau 8 GS 0,5 g
Wasser
dest. 100 ccm
Essigsäure
conc. 0,5 ccm
Chloroform
einige Tropfen
B. Phosphormolybdänsäure
1 %ig wässrig
C. Perjodsäure
0,8 %ig wässrig
D. Reagens
nach Schiff
E. Natriummetabisulfit
0,5
g
Wasser
dest. 99 ccm
Salzsäure
conc. 1 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in 4
%iger Formollösung in 90 %igem Alkohol,
einbetten in Paraffin.
-
Entparaffinieren, über absteigende
Alkoholreihe einbringen in Wasser.
-
Färben in Lösung A, 10 Minuten.
-
Waschen in Wasser.
-
Einlegen in Lösung B, 6 Minuten.
-
Gründlich spülen in Wasser.
-
Einstellen in Lösung C, 10 Minuten.
-
Gut spülen mit Wasser, 5 Minuten.
-
Einlegen in Lösung D, 15 Minuten.
-
Spülen mit Lösung E, 3 maliger
Badwechsel je 2 Minuten.
-
Waschen in Wasser, 2 - 5 Minuten.
-
Über aufsteigende Alkoholreihe
klären in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Glykogen: purpurrot
Neutrale Mucopolysaccharide: blassrot
Saure Mucopolysaccharide: blau bis
blauviolett
Lit.: Runge, H., Ebner, H. &
Lindenschmidt, W. (1956), Deut. Med. Woch. 38:1526
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Luxol fast blue MBS
Alpha-Zellen
Notwendige Lösungen:
A. Luxol
fast blue MBS 0,1 g
Alkohol
95 % 100 ccm
Eisessig
10 Tropfen
B. Lithiumcarbonat
0,05 %ig wässrig
C. Erythrosin
1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Bouin
oder Formalin,
einbetten in Paraffin,
entparaffmieren.
-
Nach Behandlung mit absolutem und 95
%igem Alkohol, sofort färben in
Lösung A bei 55° C, 2 -
4 Stunden.
-
Entfernen des Farbüberschusses
mit 95
%igem Alkohol und Wasser.
-
Differenzieren durch rasches Eintauchen
in Lösung B, 3 - 5 Sekunden.
Anschließend 4 Waschungen
mit 70
%igem Alkohol. Das letzte Alkohol
bad muss frei von Farbstoff sein.
-
Waschen in Wasser (Differenzierungskontrolle
unter dem Mikroskop).
-
Gegenfarben mit Lösung C, 5 - 10
Sekunden.
-
Waschen in Wasser, entwässern,
aufhellen in Xylol,
einbetten in Balsam
oder Malinol.
Färbeergebnis:
Alpha-Zellen: blau
Beta-Zellen: ungefärbt
Lit.: Shanklin, W. M.; Nassar, T.
K.; Issidorides, M. (1959), Stain Tech. 2:55
Luxol fast blue MBS
Hirn-Schnitte
A. Luxol
fast blue MBS 0,1 g
Wasser
dest. 100 ccm
Eisessig
10 Tropfen
B. Lithiumcarbonat
0,05 %ig wässrig
Färbevorschrift:
-
Fixieren in Formalin,
1 - 2 Wochen vor der Färbung.
-
Waschen in Wasser, mindestens 6 Stunden.
-
Entwässern, 2 mal in 95
%igem Alkohol, je 1 Stunde.
-
Färben bei 45 - 55° C in Lösung
A, 16 - 18 Stunden.
-
Entfernen des Farbüberschusses
mit 95
% gem Alkohol.
-
Spülen in Wasser.
-
Differenzieren mit Lösung B, bei
mehrmaligem Badwechsel.
-
Mehrmals spülen in 70
%igem Alkohol unter Schütteln.
-
Waschen in Wasser.
10. Einbetten in Gelatinol
Färbeergebnis:
Weiße Substanz: leuchtend blau
Graue Substanz: blassgrün oder
grau
Lit.: Dziabis, M. D. (1958), Stain
Tech. 2:96